Анотація:Саркопенія, яка виникає під час старіння, характеризується поступовою втратою маси та функції скелетних м’язів, що призводить до функціонального зниження фізичних здібностей. Декілька факторів сприяють виникненню саркопенії, включаючи знижену здатність до регенерації, хронічне запалення низького ступеня, мітохондріальну дисфункцію та підвищений окислювальний стрес, що призводить до активації катаболічних шляхів. Фізична активність і достатнє споживання білка вважаються ефективними стратегіями, здатними зменшити частоту та тяжкість саркопенії, надаючи сприятливий вплив на покращення м’язової анаболічної відповіді під час старіння. Таурин є незамінною амінокислотою, яка сильно експресується в тканинах ссавців і, зокрема, в скелетних м’язах, де він бере участь у регуляції біологічних процесів і де він діє як антиоксидант і протизапальний фактор. Тут ми оцінили, чи введення таурину старим мишам протидіє фізіопатологічним ефектам старіння скелетних м’язів. Ми показали, що в ушкоджених м’язах таурин посилює регенеративний процес шляхом зниження регуляції запальної реакції та збереження цілісності м’язового волокна. Крім того, таурин послаблює вироблення АФК у старих м’язах, підтримуючи правильний клітинний окисно-відновний баланс, діючи як антиоксидантна молекула. Хоча необхідні подальші дослідження для кращого з’ясування молекулярних механізмів, відповідальних за сприятливий вплив таурину на гомеостаз скелетних м’язів, ці дані демонструють, що введення таурину покращує мікрооточення, дозволяючи ефективний регенеративний процес і послаблення катаболічних шляхів, пов’язаних з початком саркопенії.

Глікозид цистанхи може також підвищувати активність СОД у тканинах серця та печінки та значно знижувати вміст ліпофусцину та МДА в кожній тканині, ефективно поглинаючи різні реактивні кисневі радикали (OH-, H₂O₂ тощо) та захищаючи від пошкодження ДНК, спричиненого ОН-радикалами. Фенілетаноїдні глікозиди Cistanche мають сильну здатність поглинати вільні радикали, вищу відновну здатність, ніж вітамін С, покращують активність СОД у суспензії сперми, знижують вміст МДА та мають певний захисний ефект на функцію мембрани сперми. Полісахариди цистанхе можуть підвищувати активність SOD і GSH-Px в еритроцитах і легеневих тканинах експериментально старіючих мишей, викликаних D-галактозою, а також знижувати вміст MDA і колагену в легенях і плазмі і підвищувати вміст еластину, мають хороша очищувальна дія на DPPH, подовжує час гіпоксії у старіючих мишей, покращує активність СОД у сироватці та затримує фізіологічну дегенерацію легенів у експериментально старіючих мишей. Експерименти показали, що цистанхе має хорошу антиоксидантну здатність до клітинної морфологічної дегенерації. і має потенціал бути лікарським засобом для запобігання та лікування хвороб старіння шкіри. У той же час ехінакозид у Cistanche має значну здатність поглинати вільні радикали DPPH і має здатність поглинати активні форми кисню та запобігати індукованій вільними радикалами деградації колагену, а також має хороший ефект відновлення при пошкодженні аніонів вільних радикалів тиміну.

Натисніть на Cistanche Tubulosa

【Додаткова інформація:george.deng@wecistanche.com / WhatApp:86 13632399501】

1. Введення

Старіння характеризується поступовим порушенням основних фізіологічних і біохімічних функцій органів і тканин, і це часто пов’язано з прогресуючою втратою маси та сили скелетних м’язів, станом, відомим як саркопенія [1]. Механізми, відповідальні за саркопенію, до кінця не вивчені; тим не менш, це, ймовірно, результат багатофакторних подій, включаючи порушення регенераційної здатності [2,3], хронічне запалення [4,5], підвищений рівень окисного стресу [5,6] і мітохондріальну дисфункцію [7].

Регенерація м’язів – це скоординований процес, у якому сателітні клітини, відділ стовбурових клітин скелетних м’язів, активуються для підтримки та збереження структури та функції тканини після пошкодження [8].

Перша фаза регенеративного процесу характеризується некрозом міоволокон внаслідок надходження позаклітинного кальцію, що призводить до протеолізу міофібрил [9, 10]. Ця подія призводить до активації специфічної запальної відповіді, яка призводить до послідовного вторгнення в м’яз різними популяціями запальних клітин [11]. Запальна відповідь супроводжується активацією сателітних клітин і утворенням регенеруючих волокон, які морфологічно відрізняються характерними централізованими ядрами [12,13]. Однак ефективна регенеративна програма може бути серйозно порушена у випадку старіння або патологічних станів, а утворення розширеної фіброзної тканини може сприяти функціональним порушенням [14,15]. Крім того, зміни в запальних цитокінах, факторах росту та метаболічних сигналах у середовищі старих скелетних м’язів можуть впливати на проліферацію сателітних клітин та/або активацію після пошкодження міоволокна [16]. Дійсно відомо, що старіння пов’язане зі слабким запальним станом, станом, відомим як «запальне», що характеризується дещо підвищеними рівнями прозапальних медіаторів, таких як фактор некрозу пухлини (TNF) та інтерлейкін 6 ( IL-6), і наступна активація шляху NF-κB [13]. Цікаво, що концентрація білка NF-κB виявилася в чотири рази вищою в м’язах літніх людей порівняно з м’язами молодих людей; ця підвищена концентрація супроводжується дефіцитом анаболічної сигналізації, що призводить до виснаження старих м’язів [17].

Підвищення рівня запалення тісно пов’язане з окисним пошкодженням, і обидва вони беруть участь у пов’язаному з віком зменшенні м’язової маси та сили. Окислювальний стрес характеризується високим рівнем активних форм кисню (АФК) та/або активних форм азоту (РНС). Це може бути спричинено зниженням антиоксидантної здатності внаслідок порушення активності антиоксидантного ферменту та/або збільшенням виробництва АФК [18]. Крім того, підвищені рівні ROS і RNS також можуть бути наслідком мітохондріальної дисфункції, спричиненої віковими мутаціями мітохондріальної ДНК, делеціями та пошкодженнями [19–21]. Схоже, що АФК функціонують як вторинні месенджери для TNF- у скелетних м’язах, активуючи NF-κB прямо чи опосередковано [14].

У скелетних м’язах транскрипційний коактиватор пероксисомного проліфератора, який активується рецептором-гамма-коактиватором -1 (PGC-1) є однією з найважливіших молекул, які беруть участь у стимуляції мітохондріального біогенезу, регуляції клітинного оксидантно-антиоксидантного гомеостазу , придушення хронічного запалення та м’язового катаболізму [22]. PGC-1 взаємодіє з ядерними рецепторами та факторами транскрипції, щоб активувати транскрипцію їхніх цільових генів, і його активність реагує на численні стимули, включаючи іони кальцію, АФК, інсулін, гормони щитовидної залози та естрогени, гіпоксію, потребу в АТФ та цитокіни [ 23]. Зокрема, регуляція PGC-1 мітохондріального біогенезу включає його взаємодію з декількома ядерними факторами транскрипції, включаючи членів сімейства PPAR, ядерний респіраторний фактор (NRF)-1 і NRF-2, фактор посилення міоцитів{ {10}} (MEF2) і forkhead box protein O (FOXO) 1 [24,25]. Активація PGC-1 NRF-1, 2 сприяє експресії численних ядерно-кодованих мітохондріальних білків, які безпосередньо стимулюють реплікацію та транскрипцію мітохондріальної ДНК [23,26,27]. Крім того, PGC-1 у співпраці з фактором транскрипції MEF2C також може впливати на фенотипічні профілі міоволокон, сприяючи переходу від швидкого MHC до більш стійкого повільного MHC під час старіння [28,29].

В останнє десятиліття було запропоновано кілька стратегій, таких як фізична активність і харчування, щоб потенційно пом'якшити руйнування скелетних м'язів під час старіння. Дійсно, фізичні вправи, як повідомляється, послаблюють саркопенію та запобігають накопиченню жиру в організмі та запаленню [30–32]. Крім того, дієтичне втручання, спрямоване на споживання білка або антиоксидантів, може мати позитивний вплив на збільшення м’язової маси та сили [33]. Відомо, що втрата м’язової маси та функції, яка відбувається у людей похилого віку, передбачає зменшення споживання їжі, що призводить до ослаблення синтезу м’язового білка порівняно з молодшими людьми [34]. Отже, харчування, зокрема амінокислотні добавки, може представляти важливий підхід до покращення анаболічної реакції м’язів під час старіння [35–39].

Таурин - це напівнезамінна амінокислота, отримана з цистеїну, яка сильно експресується в тканинах ссавців. У скелетних м’язах, де його рівень знижується під час старіння, він відіграє важливу роль як антиоксидантна та протизапальна молекула [40,41]. Оскільки скелетні м’язи, збіднені таурином, демонструють кілька аномалій у своїй морфології та функції, схожих на ті, що виникають під час старіння [42], додавання таурину може являти собою багатообіцяючу стратегію протидії негативним наслідкам старіння в скелетних м’язах.

Тут ми демонструємо, що внутрішньоочеревинне введення таурину протидіє пов’язаному зі старінням порушенням регенерації скелетних м’язів шляхом зменшення запалення. Крім того, наші результати підтверджують роль таурину як антиоксидантної молекули, здатної покращувати м’язове мікрооточення, протидіяти дегенеративним процесам і сприяти гомеостазу тканин під час старіння.

2. Матеріали та методи

2.1. Тварини та лікування

Молодих (8–10 тижнів) і старих (18–20 місяців) самців мишей C57BL6J містили в приміщенні з циклом світла/темряви 12 годин при постійній температурі та вологості. Мишей дозволяли годувати і пити ad libitum. Мишей лікували відповідно до вказівок Комітету з етики Католицького університету Святого Серця в Римі (дозвіл № 150/2017-PR Міністерства охорони здоров’я Італії) відповідно до національних норм щодо захисту тварин, що використовувалися для наукових цілей (італійський декрет № 26 від 4 березня 2014 р., що визнає Європейську директиву 2010/63/EU). Таурин готували у фізіологічному розчині та вводили шляхом внутрішньоочеревинних ін’єкцій у дозах 100 мг/кг/добу протягом п’яти тижнів поспіль [43–45] (схема 1). Цю дозу було обрано на основі опублікованих даних, що демонструють антиоксидантну дію на моделях мишей vivo [46,47]. Контрольні миші отримували лише фізіологічний розчин. Перед індукцією пошкодження ТА за допомогою ін’єкцій кардіотоксину (CTX) тварин анестезували шляхом внутрішньочеревної ін’єкції суміші кетаміну 70 мг/кг і медетомідину 1 мг/кг, розведених у фізіологічному розчині. Пошкодження лівого переднього великогомілкового м’яза (TA) у контрольних мишей і мишей, які отримували таурин, було виконано по всій довжині м’яза за допомогою чотирьох ін’єкцій CTX (5 мкл 10 мкМ CTX на місце) [48,49]. Правий ТА використовувався як контрольний аналог. Тварин умертвляли через вивих шийки матки після анестезії, як описано вище. Для гістологічного аналізу м’язи TA були введені в суміш OCT (Miles, Elkhart, IN, USA) і негайно заморожені в ізопентані при -80 градусах.

2.2. Гістологічний та гістохімічний аналіз

М'язи TA старих мишей були нарізані кріостатом Leica товщиною 10 мкм. Для гістологічного аналізу зрізи фарбували гематоксиліном та еозином (H&E) за стандартними методами [50]. Фарбування естеразою проводили за допомогою набору для неспецифічного фарбування естеразою (Bio-Optica, Мілан, Італія) відповідно до інструкцій виробника.

2.3. Морфометричний аналіз

На зрізах зразків ТА проводили фарбування гематоксиліном, еозином і естеразою. Для морфометричної оцінки розміру волокна аналіз проводився на 4 випадково вибраних полях зображень із великим збільшенням поперечних перерізів цілого м’яза для кожного стану. Кількість досліджуваних тварин становила 3–4 на кожну обробку. Мікрофотографії волокон проаналізовано за допомогою ImageJ, програмного забезпечення Scion Image (версія бета 4.0.2; Scion Corporation, Фредерік, штат Меріленд, США, доступ 2 травня 2022 року) для оцінки площі поперечного перерізу волокон . Регенеруючі волокна були виділені наявністю центральних ядер.

2.4. Імунофлуоресцентний аналіз

Заморожені зрізи фіксували в 4% параформальдегіді протягом 1 0 хв при кімнатній температурі, промивали PBS і пермеабілізували розчином, що містить 1% бичачого сироваткового альбуміну (BSA) (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA). , #A9418), 0,2 відсотка Triton-X у фосфатно-сольовому буфері (PBS) протягом 30 хвилин при кімнатній температурі та блокували 10 відсотками ослячої сироватки (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA, #D9663) протягом 1 год при кімнатній температурі. Зрізи інкубували протягом ночі при 4 ◦C з первинними антитілами у відповідному розведенні. Використовувалися такі антитіла: повільні MHC (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA, #M8421, 1:500) і 4-HNE (Alpha Diagnostics International, San Antonio, TX, #HNE{{20) }}S, 1:500). Після тричі промивання в PBS зрізи потім інкубували протягом 60 хвилин при кімнатній температурі зі специфічними вторинними антитілами. Зокрема, використовувалися: AlexaFluor594-кон’югований антимишачий 1:1000 (Molecular Probes, Юджин, Орегон, США, №A21203) та AlexaFluor488-кон’югований антикролячий 1:1000 (Molecular Зонди, Юджин, Орегон, США, #A21206) у PBS, що містить 1,5% сироватки осла. Зрізи монтували за допомогою ProLong™ Gold Antifade Mountant з DAPI (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, США, #P36935) і досліджували конфокальним лазером Leica SP5. Кількісну оцінку змін сигналу 4-HNE в експериментальних групах проводили за допомогою денситометричного аналізу. Після віднімання фону сигнали, пов’язані з волокном 4-HNE, були кількісно визначені шляхом ручного окреслення окремих волокон та вимірювання інтенсивності флуоресценції, пов’язаної з волокном, за допомогою програмного забезпечення ImageJ. Співвідношення F/A визначає середню флуоресценцію окремих волокон (F), нормовану на загальну площу поперечного перерізу волокна (A). Кількісне визначення проводили на 50 волокнах на групу (n=3 мишей на групу).

2.5. Екстракція білка та Вестерн-блот аналіз

М’язи TA, отримані від мишей, розрізали, подрібнювали та гомогенізували буфером для лізису (Cell Signaling Technology, Денверс, Массачусетс, США, №9803), що містить фенілметилсульфонілфторид (PMSF) (Cell Signaling Technology, Danvers, Массачусетс, США, №8553) і повний коктейль інгібіторів протеази (Cell Signaling Technology, Денверс, Массачусетс, США, №5872). Використовували аналіз протеїну Бредфорда (Bio-Rad Laboratories Inc., Геркулес, Каліфорнія, США) і Varioskan™ LUX, контрольований Thermo Scientific™ SkanIt™, для зчитувачів мікропланшетів (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, США, версія програмного забезпечення 4.1). визначити рівну кількість білків відповідно до інструкції виробника. Білки розділяли за допомогою SDS/PAGE (Mini-PROTEAN® TGX™ Precast Protein Gels або Mini-PROTEAN TGX™ precast Protein Gels без плям; Bio-Rad Laboratories Inc., Hercules, CA, USA) і переносили на нітроцелюлозну мембрану ( Trans-Blot® Turbo™ Mini Nitrocellulose Transfer Packs #1704158; Bio-Rad Laboratories Inc., Геркулес, Каліфорнія, США). Неспецифічне зв’язування було заблоковано в трис-буферизованому фізіологічному розчині (TBS) (Bio-Rad Laboratories Inc., Геркулес, Каліфорнія, США), доданому 0,1 відсотка Твіну-20 та містив 5 відсотків знежиреного сухого молока (Bio-Rad Laboratories Inc. , Hercules, CA, США #1706404) протягом 1 години при кімнатній температурі. Основними використовуваними антитілами були: мишачі моноклональні анти-SOD-1 (1:500, Santa Cruz Biotechnology Dallas, Texas 75220 the USA, sc-17767); кролячий моноклональний анти-фосфо-mTOR (1:1000, #2971, Cell Signaling Technology, Денверс, Массачусетс, США); кролячі моноклональні анти-mTOR (1:1000, #2972, Cell Signaling Technology, Денверс, Массачусетс, США); мишачий моноклональний анти-slow-MHC (1:500, Sigma-Aldrich, #M8421); мишачий моноклональний антиміозин (Skeletal, Fast) (1:500, Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA, #M4276); кролячий моноклональний анти-фосфо-NF-κB p65 (Ser468) (1:1000, #3039, Cell Signaling Technology, Денверс, Массачусетс, США); кролячий моноклональний анти-NF-κB p65 (1:250, #3034, Cell Signaling Technology, Денверс, Массачусетс, США); мишаче моноклональне анти-G6PD (1:300, Santa Cruz Biotechnology Dallas, Texas 75220 USA, sc-373887) і мишаче моноклональне анти-GP91[phox]. Потім блоти інкубували з такими вторинними антитілами від Bio-Rad Laboratories: козячими анти-кролячими IgG (1:3000, кон’югат HRP, Bio-Rad Laboratories Inc., Геркулес, Каліфорнія, США, №1706515) і козячими анти-мишачими антитілами. IgG (1:3000, HRP Conjugate, Bio-Rad Laboratories Inc., Hercules, CA, USA, #1706516) протягом 1 години при кімнатній температурі. Сигнали були зафіксовані ChemiDoc™ Imaging System (Bio-Rad Laboratories, Hercules, CA, США) з використанням покращеної системи хемілюмінесценції (SuperSignal Chemoluminescent Substrate, Thermo Fisher Scientific Inc. Waltham, MA, США). Денситометричні аналізи проводили за допомогою Image Lab™ Touch, версія програмного забезпечення 5.2.1 (Bio-Rad Laboratories Inc., Геркулес, Каліфорнія, США).

2.6. ПЛР-аналіз у реальному часі

М’язи TA, отримані від мишей, розрізали, і екстракцію загальної РНК проводили за допомогою тканинного лізера (QIAGEN) у TriReagent (Invitrogen, Карлсбад, Каліфорнія, США) згідно з протоколом виробника. Дволанцюгову кДНК синтезували за допомогою набору для зворотної транскрипції QuantiTect (QIAGEN Srl, Мілан, Італія). Аналіз месенджер-РНК проводили на ABI PRISM 7500 SDS (Applied Biosystems, Waltham, MA, США) з використанням специфічних аналізів TaqMan (Applied Biosystems, Waltham, MA, США). Зокрема, використовували такі аналізи: GPX1: mm_00656767_g1; MEF2C: мм_00600423_м1; PGC1- : мм_01280835_м1; SOD1: мм_01344233_м1; і CAT: мм_00437992_м1. Відносну кількісну оцінку проводили з використанням ендогенного контролю Hprt1 (Applied Biosystems, Waltham, MA, USA). ПЛР у реальному часі проводили з використанням препаратів РНК від трьох до п’яти різних тварин для кожної групи, як зазначено на малюнках. Відносний вираз розраховано методом 2−∆∆Ct.

2.7. Статистичний аналіз

Багаторазові статистичні порівняння між групами проводили за допомогою одностороннього дисперсійного аналізу. Там, де зазначено в легендах, використовувався критерій суми рангів Манна–Уітні або непарний t-критерій Стьюдента. Кожен стовпчик представляє середнє значення ± SEM (стандартна помилка середнього).

3. Результати

3.1. Введення таурину протидіє пов'язаному зі старінням порушенням регенерації скелетних м'язів

Щоб дослідити вплив введення таурину на регенерацію скелетних м’язів, ми викликали пошкодження за допомогою ін’єкцій CTX у м’язи TA контрольних (носій) і старих мишей, які отримували таурин. Морфологічний і морфометричний аналізи показали, що за відсутності пошкодження (рис. 1A, B: панелі a, b і рис. 1C) м’язові волокна мишей, які отримували таурин, демонстрували дещо збільшену площу поперечного перерізу порівняно з контролем. Оскільки гомеостаз білка в скелетних м’язах ґрунтується на рівновазі між синтезом і розпадом білка, ми проаналізували рівні як фосфо-mTOR, як основного регулятора синтезу білка, так і атрогіну -1, як одного з основних регуляторів. бере участь у катаболізмі білка через систему убіквітин–протеасома [40]. Наші результати показали, що рівні фосфо-mTOR були значно збільшені в м’язових екстрактах мишей, які отримували таурин, тоді як у цьому стані не було виявлено значної модуляції атрогіну -1 (FBXO32) (рис. 1D–F). Ці дані демонструють участь mTOR-залежного шляху у впливі таурину на спостережуване збільшення CSA волокон скелетних м’язів. Крім того, після 1 тижня пошкодження м’язів поперечний зріз волокон у мишей, які отримували носій (CTX), виявив дегенерацію з супутнім гострим запаленням і некрозом, а також наявність невеликих регенеруючих волокон, ідентифікованих центральними ядрам ( Рисунок 1G, H: панель c). З іншого боку, більші регенеруючі міоволокна та менше некротичних волокон (рис. 1G, H: панель d) з’явилися в пошкоджених м’язах старих мишей, які отримували таурин, разом із меншою кількістю інфільтратів. Аналіз цих результатів, показаних на діаграмах на малюнку 1I, показав, що введення таурину вплинуло на розподіл волокон за розміром, сприяючи накопиченню більших регенеруючих волокон порівняно з контрольною травмованою м’язовою групою. У підсумку, ці результати свідчать про те, що таурин може стимулювати регенеративний процес, виконуючи захисну роль у підтримці цілісності волокон скелетних м’язів і сприяючи прискоренню утворення нових міоволокон.

3.2. Добавки таурину модулюють запальну реакцію старих м’язів

Старіння супроводжується хронічним системним запальним станом низького ступеня [51], який може бути відповідальним за порушення регенераційної здатності скелетних м'язів [52]. Щоб перевірити, чи була посилена регенеративна реакція, що спостерігалася в ушкоджених м’язах мишей, які отримували таурин, пов’язана з модуляцією запального процесу, ми перевірили присутність макрофагів за допомогою фарбування естеразою. На малюнках 2A, B показано, що в результаті ін’єкцій CTX у всіх м’язових секціях виявлено підвищену кількість одноядерних запальних клітин порівняно з неушкодженими аналогами; однак велика кількість естеразо-позитивних макрофагів, присутніх у старих пошкоджених м’язах (Малюнок 2A: панель c і Малюнок 2B), була значно послаблена в присутності добавок таурину (Малюнок 2A: панель d і Рисунок 2B). Вплив таурину на зменшення ступеня запалення під час регенераційного процесу також оцінювали шляхом аналізу рівнів фосфорильованої ізоформи фактора транскрипції NF-kB, оскільки відомо, що його активація в скелетних м’язах призводить до деградації специфічних м’язових білків. , індукує запалення та фіброз, а також блокує регенерацію міоволокон після травми [53–55]. Як показано на рисунку 2C, D, фосфо-NF-kB можна було виявити на дуже низьких рівнях як у контрольних м’язах, так і в непошкоджених м’язах, оброблених таурином, тоді як високі рівні фосфо-NF-kB, виявлені в м’язах, пошкоджених CTX, різко знизилися в м'язи оброблених таурином старих мишей. Загальні рівні NF-kB і співвідношення між фосфо-NF-kB і NF-kB були проаналізовані та доведено, що збільшувалися, хоча й незначно, при пошкодженні, спричиненому CTX, тоді як таурин запобігав цьому ефекту (рис. 2C, E, F) . Ці результати демонструють, що таурин послаблює запальний статус у пошкоджених м’язах, знижуючи рівні як загального NF-kB, так і фосфо-NF-kB.

3.3. Таурин модулює експресію PGC1- і MEF2C у м’язах TA старих мишей

Щоб краще дослідити молекулярні механізми, пов’язані з позитивним впливом таурину на гомеостаз скелетних м’язів, ми оцінили роль коактиватора транскрипції PGC-1. PGC-1 є важливим фактором у сприянні протизапального середовища в м’язах. Крім того, повідомлялося, що PGC-1 може покращувати не лише функцію м’язів, але й морфологію та цілісність міоволокон, що означає потенційну роль PGC-1 у відновленні та регенерації волокон. У співпраці з транскрипційним фактором MEF2C було показано, що PGC-1 регулює визначення типу волокон скелетних м’язів, сприяючи переходу від гліколітичних волокон до більш стійких окислювальних [56,57].

Таким чином, використовуючи аналіз RT-PCR, ми оцінили рівні експресії мРНК PGC-1 і MEF2C в екстрактах TA молодих, старих і старих мишей, які отримували таурин, щоб визначити, чи викликало введення таурину транскрипційні зміни вищезазначених факторів порівняно з тим, що спостерігалося за його відсутності. Для оцінки рівня експресії цих факторів використовували молодих мишей у здорових умовах. Як показано на рисунку 3A, B, за відсутності таурину не спостерігалося змін рівнів PGC-1 і лише незначне зниження рівнів MEF2C спостерігалося в екстрактах старих мишей порівняно з молодими, тоді як рівні мРНК обох молекул значно посилювалася у старих мишей, яким робили внутрішньоочеревинні ін’єкції таурину. Було продемонстровано, що повільні окислювальні волокна типу I (експресують повільну ізоформу важкого ланцюга міозину, повільний MHC) більш стійкі до пошкодження та різноманітних атрофічних станів, ніж швидкі гліколітичні волокна типу IIb [29]. При деяких патологіях м’язів, включаючи саркопенію, фенотип найшвидшого м’яза є більш серйозним у порівнянні з м’язами з повільним скороченням, а більша чутливість волокон типу IIb може бути наслідком їхнього нижчого вмісту PGC-1 порівняно з цим окислювальних волокон [58,59]. Тут ми показали за допомогою Вестерн-блот аналізу, що м’язи ТА старих мишей експресували дуже низькі рівні ізоформи повільного MHC порівняно з екстрактами м’язів молодого походження; однак експресія повільного MHC зросла в м’язових екстрактах мишей, які отримували таурин (рис. 3C, D). Крім того, Вестерн-блот-аналіз ізоформи fast-MHC показав, що в присутності таурину його експресія була значно підвищеною порівняно з тим, що спостерігалося в екстрактах ТА, отриманих від старих мишей, які не отримували таурин (рис. 3F). . Послідовно знижені рівні MHC (MF20), виявлені в м’язових екстрактах старих мишей, порівняно з такими у молодих мишей, підвищувалися при введенні таурину. Ці результати свідчать про те, що позитивний вплив таурину на гомеостаз скелетних м’язів літніх мишей може бути опосередкований стимуляцією шляху PGC1- /MEF2C, сприяючи можливому метаболічному зсуву міоволокон до окисного фенотипу та зберігаючи більше сприйнятливі гліколітичні волокна.

【Додаткова інформація:george.deng@wecistanche.com / WhatApp:86 13632399501】