Переплетені та точно збалансовані: морфологія, динаміка, функції та захворювання ендоплазматичного ретикулуму. Частина 4

3. ЕР Динаміка

Швидка допомога складна не лише за своєю організацією, але й за своїм рухом. Прогрес у розумінні динаміки ER був повільнішим, ніж морфологія ER, оскільки вузькі канальці та постійний рух і перебудова мережі роблять ER складним для зображення.

Ендоплазматичний ретикулум є одним із важливих органів у клітинах і виконує багато важливих біологічних функцій, таких як синтез білка, реакція глікозилювання, синтез і розпад ліпідів, транспорт і зберігання іонів тощо. Крім того, дослідження показують, що існує також тісний взаємозв’язок між ендоплазматичним ретикулумом і пам'яттю.

По-перше, ендоплазматичний ретикулум відіграє дуже важливу роль у підтримці нормальних фізіологічних функцій нейронів. Велика кількість досліджень показала, що дисфункція ендоплазматичного ретикулуму може призвести до перешкод у розвитку та дозріванні нейронів, тим самим впливаючи на здатність до навчання та пам’яті людей. У той же час ендоплазматичний ретикулум бере участь і в синаптичної пластичності нейронів. Через регуляцію зворотного транспорту та вивільнення іонів кальцію він бере участь у формуванні та підтримці синаптичної пластичності, такої як довготривале потенціювання та довгострокова депресія.

По-друге, дослідження показують, що ендоплазматичний ретикулум виконує функцію регулювання нейротрансмісії. Ендоплазматичний ретикулум прямо чи опосередковано впливає на зв’язок між нейронами, регулюючи синтез і транспорт нейромедіаторів. Таким чином, дисфункція ендоплазматичного ретикулуму може призвести до серйозних дисбалансів нейромедіаторів, що призводить до несприятливих наслідків, таких як втрата пам’яті та розумова дегенерація.

Нарешті, ендоплазматичний ретикулум також може синтезувати та зберігати велику кількість ліпідів, включаючи сфінгомієлін, який необхідний нейронам. Сфінгомієлін надзвичайно важливий для підтримки стабільності та функціонування нейронів. Тому здатність ендоплазматичного ретикулуму регулювати сфінгомієлін безпосередньо впливає на якість роботи мозку і пам'ять людини.

Підсумовуючи, зв’язок між ендоплазматичним ретикулумом і пам’яттю нерозривний. Зміцнюючи розуміння та регуляцію функції ендоплазматичного ретикулуму, ми можемо краще захищати та покращувати пам’ять людей, тим самим покращуючи якість життя та навчання. Можна побачити, що нам потрібно покращити пам’ять, і Cistanche deserticola може значно покращити пам’ять, оскільки Cistanche deserticola є традиційним китайським лікарським матеріалом, який має багато унікальних ефектів, одним із яких є покращення пам’яті. Ефективність Cistanche deserticola пояснюється багатьма активними інгредієнтами, які він містить, включаючи дубильну кислоту, полісахариди, флавоноїдні глікозиди тощо. Ці інгредієнти можуть сприяти здоров’ю мозку різними шляхами.

Клацніть «Знай, як покращити короткочасну пам’ять».

Динаміку ER у клітинах ссавців можна розділити на три типи: коливання встановлених елементів мережі; динаміка частинок всередині просвіту ER або мембрани; і створення нових елементів мережі (див. рис. 3).

Мета динаміки ER все ще неясна, але переважаюча теорія полягає в тому, що коливання прискорюють процеси, що здійснюються в ER, полегшуючи рух люменальних і трансмембранних частинок [25,180,181].

3.1. Цитоскелетний контроль динаміки ЕР

Швидка допомога постійно змінює свою просторову організацію. Вражаючу динаміку ER спостерігали в живих культивованих клітинах CV1 [182], клітинах легенів тритона [23] і конусах росту в культивованих нейронах [183] ​​задовго до відкриття зеленого флуоресцентного білка (GFP) за допомогою ліпофільного барвника. DiOC6.

Нові канальці можуть бути витягнуті з існуючої мережі та злиті з сусідніми трубочками або з’єднаннями для створення нових зв’язків, а багатокутники мережі можуть формуватися та зникати ([182]; рис. 4). Цей рух, керований двигуном мікротрубочок, описано в розділі 3.1.1. Частка мережі в листках і трубочках також може динамічно змінюватися.

Листи ER реорганізуються в канальці, коли рибосоми видаляються з їх поверхні пуроміцином [45]. Як описано нижче, інгібування руху канальців на основі мікротрубочок може, у свою чергу, збільшити частку листоподібних областей. Повідомлялося, що вступ у мітоз викликає розширення аркуша [37,43,184], хоча інші дослідження продемонстрували посилення мітотичної тубуляції [45], яка обумовлена ​​REEP 3 і 4 [185].

Така динамічна реорганізація може допомогти органеллі швидко взяти зразок клітинного об’єму [1] і реагувати на зміни в клітинних потребах і стані харчування (Розділ 3.1.3).

Мотори мікротрубочок, асоційовані з ER, не є єдиним засобом, за допомогою якого ER взаємодіє з цитоскелетом, і в наступних розділах ми описуємо, як канальці також можуть бути розширені за допомогою взаємодії зі зростаючими мікротрубочками через комплекси прикріплення кінчиків (TAC) і шляхом асоціації з рухомими MCS.

Також описано статичні взаємодії канальців ER з мікротрубочками та роль, яку відіграє актиновий цитоскелет.

3.1.1. Двигуни мікротрубочок керують динамікою ER

Ранні дослідження з використанням DiOC6 показали, що канальці ER на периферії клітини часто тісно вирівнюються з мікротрубочками [23,183,186], як підтверджено в багатьох наступних дослідженнях (наприклад, [21,38,187]).

Перебудова кільця та розгалуження канальців також відбуваються разом із мікротрубочками [38]. Деполімеризація мікротрубочок повністю інгібувала динаміку канальців і мережі ER у клітинах VERO [20], збільшувала кількість ER у листових структурах і зменшувала тубулярну мережу [20,37,38,186,188].

Зображення з високою роздільною здатністю в живих клітинах показало, що ці листи складаються з суміші морфологій, включаючи товсті листи, тонші листи, що містять наноотвори, і щільні трубчасті мережі [33], що свідчить про те, що мікротрубочки не тільки контролюють положення мережі ER, але також сприяють детальна організація мембранних доменів ER.

Пряма візуалізація ER-подібних канальців, що простягаються вздовж мікротрубочок, вперше з’явилася в аналізах in vitro з використанням екстрактів клітин CV1 [189] або інтерфазних яєць Xenopus [190], де за допомогою диференціальної інтерференційно-контрастної мікроскопії з посиленням відео було виявлено, що мембранні трубочки ковзають уздовж мікротрубочок. Було показано, що мережі Xenopus є ER за допомогою мічення антитілами та наявності полісом на поверхні мембрани [19].

Рухливість приводила канальці в контакт один з одним, що призводило до злиття канальців [19, 20, 189], яке було атластинозалежним [184]. Крім того, як гладкий, так і шорсткий ER з печінки щурів утворював рухливі мережі в поєднанні з інтерфазним цитозолем яєць Xenopus, демонструючи міжвидове збереження рухливості та злиття мембран [191]. Однак, якщо концентрація мембрани досить висока in vitro, мережа канальців ER може утворюватися за відсутності мікротрубочок [192].

Кероване двигуном ковзання канальців ER вздовж мікротрубочок відтоді було багато разів візуалізовано за допомогою флуоресцентної мікроскопії (наприклад, [20–22,38]). Оскільки мікротрубочки орієнтовані в більшості культивованих ненейрональних клітин їхніми динамічними «плюсовими» кінцями до периферії клітини, швидке ковзання тубули ER назовні вимагає двигуна мікротрубочок, спрямованого на аплюс-кінець. Член-засновник надродини кінезинів, кінезин-1, відповідає за цю рухливість [20,193,194].

Інгібування кінезину -1 не тільки пригнічувало рух канальців назовні, але й збільшувало частку ділянок листків ER на периферії клітини [20]. Враховуючи, що листоподібні області можуть складатися або з накопичених тонких трубчастих мереж [34], або з листів, що містять наноотвори [33], буде цікаво побачити, чи відповідають ці листи будь-якому типу структури, чи існує суміш морфологій, як видно після лікування нокодазолом [33].

Більшість кінезинів -1 у клітинах тварин є істетрамерними, що містять дві ідентичні моторні (KIF5) субодиниці та дві ідентичні KLC [195]. Хребетні експресують три гени KIF5: KIF5B експресується повсюдно, тоді як KIF5A та C збагачені нейронами. Ми повернемося до KIF5A пізніше, оскільки мутації викликають нейродегенеративні захворювання (табл. 1) [195]. Існує чотири гени KLC, причому KLC 1, 2 і 4 широко експресуються.

KLC1 ​​існує в кількох поперемінно зрощених формах, причому KLC1B необхідний для рухливості ER [20,193]. Важливим невирішеним питанням є ідентичність рецептора кінезин-1 в ER. Було запропоновано кілька кандидатів, але є застереження щодо всіх їх. Можуть існувати різні рецептори в нейрональних і ненейрональних клітинах, а також у різних тканинах. Кінектин ідентифікували за допомогою блокуючого функцію моноклонального антитіла [196] і зв’язується з С-кінцем KIF5 [197].

Кінектин бере участь у регуляції динаміки фокальної адгезії під час хемотаксису шляхом сприяння націленню ER на фокальні спайки на передньому краї клітини [198,199].

Цікаво, що Rab18 необхідний для цього процесу та утворює потрійний комплекс із кінектином і кінезином-1 [198]. Проте миші з нокаутом кінектину не мали фенотипу з нормальним розподілом ER (та інших органел) у KO MEF [200].

Крім того, у культивованих нейронах ER простягається вздовж аксонів, але кінектин спостерігається лише в тілі клітини [194], відповідно до його передбачуваної ролі у підтримці відстані між ERsheet [13].

Тим не менш, виснаження siRNA кінектину зменшило динаміку мережі ER у клітинах Cos-7 [26]. Цікаво, що Rab10 також бере участь у регулюванні формування канальців ER [7] і, як повідомляється, утворює комплекс з JIP1, кінезиновим адаптором, що експресується в нейронах, і KLC1, щоб сприяти транспорту секреторних везикул під час поляризації нейронів і росту аксона [201].

Питання про те, чи бере цей комплекс участь у подовженні канальців ER у нейронах і чи потрібен комплекс Rab18-кінектин-KIF5B для розширення канальців ER у немігруючих клітинах, залишається відкритим. Іншим кандидатом на рецептор кінезин-1 ER є p180 , який має гомологію з доменом зв’язування kinectin'skinesin-1 [202], і який, як і кінектин, також був локалізований у центральних областях у ненейрональних клітинах [13,16,194].

 У культивованих нейронах, однак, p180 локалізований не тільки на листах у тілі клітини, але також на канальцях в аксонах, але не на дендритах [194], локалізація узгоджується зі зв’язуванням KIF5. Однак він, імовірно, діятиме як якір між ER і мікротрубочками, а не як рецептор кінезин-1 (див. Розділ 3.1.3). Є ще два кандидати на рецептори кінезину.

Протрудин (назва гена ZFYVE27) — це білок, що зв’язує кінезин, резидентний ER, який відіграє ключову роль у створенні рухливості MCS латендосоми–ER, як описано в розділі 3.1.2. Однак він експресується на дуже низьких рівнях (не виявляється в протеомі клітини HeLa [203]), і хоча його виснаження за допомогою siRNA призводить до пізньої кластеризації ендосом у центрі клітини [204, 205], незрозуміло, який вплив це має на розподіл ER.

Нарешті, було показано, що трансмембранний білок B14 ДНК-J-домену, локалізований у ER, взаємодіє з KIF5B для створення сайту для вивільнення вірусу SV40 із ER [206], але його участь у нормальній динаміці ER ще належить перевірити.

З огляду на те, що ER простягається назовні від ядерної оболонки до периферії клітини, несподіваним виявленням було те, що канальці ER рухалися до мінус-відрізків мікротрубочок в інтерфазних екстрактах яєць Xenopus під дією динеїну [19,184,190,207,208].

Це відповідає вимогам до дінеїну в ядерній оболонці, щоб керувати пронуклеарною міграцією, яка може бути відновлена ​​в цих екстрактах [209]. Проте рухливість ER, керована виключно динеїном, зберігалася навіть в екстрактах, отриманих з ембріонів після п’ятого поділу клітин: залежний від кінезину рух ER спостерігався лише при використанні цитозолю клітинної лінії пуголовка [187].

Нещодавня робота надала задовільне пояснення цього явища [210]: перинуклеарний пул ER, який накопичується внаслідок активності динеїну, необхідний для збирання великих ядер, які спостерігаються в ранніх ембріонах (ембріони морського їжака та Xenopus у цьому дослідженні).

Крім того, експресія додаткового ретикулону 4b зменшувала розмір ядер, ймовірно, шляхом зменшення утворення ділянок ER листів [210]. Екстракти яєць Xenopus також виявили залежні від клітинного циклу зміни в динаміці ER, при цьому рух, керований динеїном, пригнічувався в екстрактах із затримкою метафази [184,190,207], тоді як рухливість ER, керована міозином V, на актинових філаментах була активована [211].

Листи ER накопичувалися [184], як було повідомлено в мітотичних клітинах HeLa [37], хоча інші дослідження суперечать цьому [45,185]. Динеїн є не лише важливим двигуном ER в ембріональних клітинах. Приблизно половина рухів канальців rapidER у клітинах VERO відбувалася в напрямку клітинного центру та була керована динеїном [20].

Крім того, інгібування динеїну призвело до значного накопичення ERsheets на периферії клітини, не впливаючи на зовнішній рух, керований кінезином [20]. Подібним чином і динеїн, і кінезин-1 керують рухливістю канальців ER в аксонах [194] і дендрити [212,213] культивованих нейронів гіпокампу гризунів. Поки що рецептор динеїнону ER не ідентифіковано в жодній системі, на відміну від ERES (розділ 2.2.2).

Останнім прикладом рухів, керованих мікротрубочками, за участю ER, є ядерна міграція та позиціонування. Крім пронуклеарної міграції, згаданої вище, кінезин і динеїн координують позиціонування ядер у багатьох різних ситуаціях, наприклад під час ядерної міграції нейронів під час розвитку мозку [214] і ядерного руху на багатьох стадіях розвитку C. elegans [215].

Динеїн у ядерній оболонці важливий для поділу центросом у пізній G2/профазі та сприяє фрагментації ядерної оболонки (переглянуто в [216]). Кінезин-1 також бере участь у позиціонуванні центросоми та ядер у неполяризованих клітинах, де він залучається до ядерної оболонки RanBP2 та BICD2 [217].

Цікаво, що несприн 4 специфічно експресується у зовнішній ядерній оболонці поляризованого епітелію, де він рекрутує кінезин-1, який потім переміщує ядро ​​до основи клітини [218].

For more information:1950477648nn@gmail.com