Cistanche tubulosa захищає дофамінергічні нейрони через регуляцію апоптозу та нейротрофічного фактора, отриманого з гліальних клітин: in vivo та in vitro-Ⅱ

Поведінкові тести

Тест з плавання (Zhu et al., 2014)

Координацію руху тіла у мишей вимірювали за допомогою тесту на плавання. Мишей окремо поміщали в резервуар для води (25 см у висоту і 10 см в діаметрі), що містив 10 см води, і тестували в тихому середовищі, щоб зафіксувати їх стаціонарну тривалість протягом 5 хвилин.

Тест у відкритому полі (Kawai та ін., 1998)

Локомоторну активність вимірювали за допомогою тесту відкритого поля. Мишей тестували в тихому та слабо освітленому середовищі та окремо поміщали в прозорий акриловий контейнер розміром 30 см × 30 см × 15 см з розділювальною сіткою 6 см × 6 см на дні. Мишам дали 10 хвилин для адаптації до навколишнього середовища, а потім п’ять послідовних разів вимірювали зміну числа сітки та частоту виховання окремих мишей, щоб отримати середні значення.

НАТУРАЛЬНА ЦИСТАНКЕ ТУБУЛОЗА ДЛЯ ПОКРАЩЕННЯ СТАТЕВОЇ ФУНКЦІЇ PHGS75% ECH 30% ACT 12%

Взяття зразків тканин головного мозку

Перед відбором зразків тканини мишей годували ad libitum із вільним доступом до води та отримували медикаментозне втручання протягом 14 днів поспіль. Чотири миші в кожній групі були відібрані і швидко обезголовлені. SN (Брегма: -2,75 мм -2,92 мм) від кожної тварини виділяли і поміщали на лід. Тканини головного мозку промивали 0.9% крижаним розчином хлориду натрію для видалення будь-якої крові та висушували на фільтрувальному папері перед зберіганням при -80°C. Чотирьом мишам з кожної групи ввели внутрішньочеревний наркоз і розкрили грудну клітку. Потім у лівий шлуночок кожної тварини вводили інфузійну голку. Для видалення крові з системи кровообігу вушок правого передсердя був розрізаний і тварині вливали фізіологічний розчин температурою 4°C, поки печінка не зблідла, щоб забезпечити послідовну перфузію. Після того, як виділення з правого передсердя стали чистими, кожну тварину перфузували 4% параформальдегідним фіксатором. Після перфузії мозкову тканину кожної тварини обережно розрізали та фіксували в 4% параформальдегіді протягом 24 годин. Фіксовані тканини головного мозку потім промивали під проточною водою, зневоднювали в серії етанольних розчинів і очищали в розчині ксилолу. Далі було занурення в парафін і заливання.

Зміни кількості DA, виміряні за допомогою ВЕРХ

Нанопорошковий SN з кожної групи поміщали в крижану баню, що містила 0,9% розчину хлориду натрію (співвідношення 1:9). Тканина головного мозку була гомогенізована за допомогою ультразвукового руйнівника клітин і центрифугована при 1200 об/хв протягом 20 хвилин при 4°C для отримання супернатанту. Для ВЕРХ використовували колонку Hypersil AA-ODS (2,1 мм × 200 мм, 5 мкм) при температурі колонки 30°C. Виявлення флуоресценції проводили при 280 нм λex і 340 нм λem. Об'єм ін'єкції становив 10 мкл.

Експресія TH, GDNF, GFR 1 і Ret, виявлена ​​імуногістохімією

Парафінові зрізи (товщиною 5 мкм) окремої тканини мозку виділяли від кожної тварини та поміщали в теплу водяну баню з температурою 40◦C для розрівнювання та прилипання до предметних стекол. Усі слайди тканини інкубували в духовці при 60 °C протягом 3–6 годин, після чого проводили депарафінізацію ксилолом, градієнтну дегідратацію етанолом і відновлення антигену шляхом інкубації в буфері лимонної кислоти та нагрівання в мікрохвильовій печі протягом 20 хвилин. Потім предметні скла тканини інкубували в 3% розчині H2O2 при кімнатній температурі протягом 10 хв. Після тричі промивання в PBS слайди тканини інкубували з нормальною сироваткою в закритій камері при кімнатній температурі протягом 20 хвилин. Імуногістохімічне фарбування проводили відповідно до інструкцій виробника. Аналізатор зображень Motic Med 6.0 використовували для розрахунку значення інтегральної оптичної щільності в позитивно пофарбованих клітинах.

Вестерн-блот аналіз тканин мозку мишей

У цьому дослідженні оцінювали експресію білків тирозингідроксилази (TH), GDNF, GFR 1, Ret, Bcl2 і Bax. Лізат головного мозку з кожної групи гомогенізували протягом 3{{10}} хв на льоду з подальшим низькотемпературним центрифугуванням, 20,000 об/хв, при 4 ◦C протягом 5 хв для збору супернатанту. Зразки білка розділяли під постійним тиском за допомогою 10% гелю SDS-PAGE, як описано вище. Первинна концентрація антитіл: TH 0,15 мг/мл, GDNF 0,5 мг/мл, ШКФ 1 0.8 мг/мл, Ret 0,63 мг/мл, Bcl-2 0.34 мг/мл і Bax 0,11 мг/мл. Процедура була такою ж, як і вище.

НАТУРАЛЬНА ЦИСТАНКЕ ТУБУЛОЗА ДЛЯ ПРОТИ СТАРІННЯ ПРОТИ Альцгеймера PHGS75% ECH 30% ДІЯ 12%

Статистичний аналіз

У цьому дослідженні для обробки та аналізу даних використовувалося статистичне програмне забезпечення SPSS 20.0. Значення параметрів виражали як середнє ± стандартне відхилення (¯x ± S). ANOVA використовувався для однофакторного аналізу даних. Для порівняння груп використовувався ЛСД або тест Games-Howell. П< 0.05 (or P < 0.01) was considered as a statistically significant difference.

РЕЗУЛЬТАТИ

Активні компоненти нанопорошку C. tubulosa

В діапазоні сканування 200–400 нм ЕХГ у C. tubulosa та VER при 330 нм мали максимальний пік поглинання, який з’являвся протягом 20 хв. ICA мав максимальні піки поглинання при 270 нм і з’являлися через 20 хвилин (рис. 1A). Результати показали, що негативні зразки не заважали виявленню (рис. 1B). Зразки та контроль мали однакові хроматографічні піки, а негативний зразок не мав. Це показало, що інші інгредієнти в зразку не заважали вимірюваному компоненту. Крім того, три компоненти та суміжні піки можуть досягати базової лінії поділу, а ступінь поділу перевищує 1,5.

Нанопорошок C. tubulosa знижує цитотоксичність, викликану MPP+ -, у клітинах MES23.5

Життєздатність клітин MES23.5 була значно знижена зі збільшенням концентрації MPP+. На малюнку 2F показано значну цитотоксичність різних концентрацій MPP+.

Нанопорошок C. tubulosa зменшив цитотоксичність, +-спричинену MPP, і підвищив життєздатність клітин MES23.5. На малюнку 2G показано, що нанопорошок C. tubulosa у дозах 10–250 мкг/мл справляв залежну від дози захисну дію на клітини MES23.5, оброблені MPP+-.

Цитоморфологічний ефект нанопорошку C. tubulosa

Нормальні клітини MES23.5 мали хорошу адгезію клітин і мали веретеноподібну форму з чіткими межами клітин і синапсами. MPP+-пошкоджені клітини MES23.5 показали погану адгезію та скорочення клітин, і багато з них були підвішені в середовищі зі скороченими синапсами. Ці клітини були агреговані, зморщені та круглі з вакуолями всередині, а ядра розпалися або зруйнувалися. Нанопорошок C. tubulosa в різних дозах покращив цитоморфологію клітин MES23.5 різним ступенем шляхом покращення клітинної адгезії та синаптичного очищення групи носія. Клітини MES23.5 у групі лікування високою дозою C. tubulosa продемонстрували морфологію, подібну до нормальної контрольної групи (рис. 2A–E).

Вплив нанопорошку C. tubulosa на експресію ТН та апоптоз у клітинах

Фігура 3 показує значне зниження експресії білка TH у групі носія. Експресія білка TH по-різному зростала в групах, які отримували різні дози C. tubulosa. Проте ЛСД-тест показав, що між трьома групами, які отримували лікування, немає істотної різниці.

На малюнку 4 показано результати оцінки апоптозу за допомогою проточної цитометрії. Швидкість апоптозу в групі носія була значно вищою, ніж в інших групах. Клітини, оброблені різними дозами нанопорошку C. tubulosa, показали різний ступінь зниження швидкості апоптозу порівняно з групою носія. Клітини в групі лікування середніми та високими дозами C. tubulosa мали найбільш значне покращення швидкості апоптозу порівняно з іншими групами лікування C. tubulosa. Тест на ЛСД показав, що немає суттєвої різниці між двома групами, які отримували лікування, але суттєва різниця також була між групою з низькими дозами.

Вплив нанопорошку C. tubulosa на експресію білка Bcl2/Bax у клітинах

Фігура 5 показує, що експресія білка Bcl2 у клітинах групи носія була значно нижчою порівняно з нормальною контрольною групою. Навпаки, експресія білка Bax у клітинах групи носія була значно вищою, ніж у нормальній контрольній групі. Групи лікування C. tubulosa продемонстрували підвищену експресію білка Bcl2 і зниження експресії білка Bax у клітинах MES23.5, оброблених MPP+-. Між трьома групами, які отримували лікування, були значні відмінності в тесті ЛСД. Ці ефекти були дозозалежними.

Поведінкові тести

Результати тесту на плавання свідчать про те, що миші в групі з транспортним засобом мали відносно тривалий період нерухомості, який з часом збільшувався. На 14-й день миші в групі носія мали значно більшу тривалість нерухомості, ніж миші в групі нормального контролю. Стаціонарна тривалість перебування мишей в

низька дозаС. трубочкагрупа лікування істотно не відрізнялася від групи мишей у групі носія. Однак тривалість стаціонарного перебування мишей у групі лікування високою дозою C. tubulosa була значно меншою, ніж у мишей у групі носія.

Результати тесту відкритого поля свідчать про те, що після MPTP-індукованого пошкодження у мишей, миші в групі носія продемонстрували значне зниження їх здатності до спонтанної активності, як показано на частоті виховання. Після 14-денного адмініструванняНанопорошок C. tubulosa, миші в групах лікування середніми та високими дозами мали значно вищу частоту виховання порівняно з мишами в групі носія (рис. 6A, B).

Вплив нанопорошку C. tubulosa на вміст DA у мишей

Зміни вмісту ДА в СН визначали методом ВЕРХ. Було виявлено, що вміст DA в мозку групи транспортного засобу був значно знижений. Вміст DA в мозку мишей PD у групі лікування низькою дозою C. tubulosa істотно не відрізнявся від мишей у групі носія. однак,Лікування C. tubulosaпідвищили рівні DA в мозку мишей з PD залежно від дози. Мозок мишей з PD, які отримували високі дози C. tubulosa, мав значно вищий вміст DA, ніж мозок мишей у групі носія (рис. 6C).

Вплив нанопорошку C. tubulosa на експресію ТН у ​​мишей

Кількість TH-позитивних клітин і рівень експресії білка TH у SN мишей із МРТР-індукованим PD були нижчими порівняно з мишами контрольної групи. Після лікування C. tubulosa кількість TH-позитивних клітин і рівень експресії білка TH у SN мишей із PD, індукованим МРТР, зросла, зі значною різницею між групою лікування високою дозою C. tubulosa та групою носія за допомогою ЛСД-тесту; і були значні відмінності між трьома групами лікування (рис. 7).

Вплив нанопорошку C. tubulosa на експресію білка GDNF і його рецепторів, GFR 1 і Ret у мишей

Експресію білка GDNF і його рецепторів, GFR 1 і Ret, у позитивно пофарбованих клітинах оцінювали за допомогою імуногістохімії. Вестерн-блот аналіз використовували для оцінки рівнів експресії білка в SN різних груп мишей. Висновки для різних груп були подібними за допомогою двох методів виявлення. Експресія GDNF і його рецепторних білків, GFR 1 і Ret, у позитивно пофарбованих клітинах SN мишей у групі носія була значно нижчою, ніж у мишей у нормальній контрольній групі. Різні дози лікування C. tubulosa збільшували кількість GDNF-, GFR 1- і Ret-позитивних клітин (рис. 8A–S).

Експресія білка GDNF, GFR 1 і Ret в SN мишей групи носія була значно нижчою, ніж у мишей контрольної групи. Підвищення лікувальних концентраційC. tubulosa nanopowerзначно підсилив експресію цих білків. Експресія білка GDNF, GFR 1 та Ret у SN мишей у групі лікування високою дозою C. tubulosa була значно вищою, ніж у мишей у групі носія (P< 0.01; Figures 8T, U). 

Вплив нанопорошку C. tubulosa на експресію білка Bcl2/Bax у мишей

Експресія білка Bcl2 була значно знижена, а експресія білка Bax була значно посилена в SN мишей у групі носія (P< 0.01) compared with the mice in the normal control group. High-dose C. tubulosa treatment significantly increased Bcl2 protein expression and significantly reduced Bax protein expression in the brains of the vehicle mice (P < 0.01; Figure 9). LSD test showed there was no significant difference between the middle-dose and high-dose groups but a significant difference between the low-dose group. 

ДИСКУСІЯ

PD і апоптоз

ХП – це нейродегенеративний розлад. Згідно з Zhang et al. (2005), поширеність становить 10,7% серед населення Китаю віком старше 55 років і 1,67% серед населення старше 65 років. Кількість пацієнтів з ХП щорічно зростає з прискоренням глобального старіння, що лягає важким фінансовим тягарем на сім’ї пацієнтів. і суспільства в цілому. У головному мозку дофамінергічні нейрони в основному беруть участь у синтезі та секреції DA. Вони широко поширені в центральній нервовій системі і розташовані переважно в SN (80%). TH є ключовим ферментом, що обмежує швидкість синтезу DA. Таким чином, пригнічення активності TH знижує синтез DA (Huot and Parent, 2007). Основними патолого-біохімічними змінами БП є апоптоз дофамінергічних нейронів у СН, значне зниження нігростріарної ДА та утворення тілець Леві в дофамінергічних нейронах (Dexter and Jenner, 2013). Етіологія БП включає пов’язані генетичні фактори, фактори навколишнього середовища та старіння нервової системи (Allam et al., 2005). Патогенез БП залишається неясним у сучасній медицині. З кінця 1960-х років замісна терапія леводопою успішно використовується для лікування ХП і була визнана головним поворотним моментом у лікуванні ХП. Однак тривале застосування цієї терапії викликає побічні ефекти, і терапія не лікує основні причини хвороби Паркінсона (Del Sorbo and Albanese, 2008). Таким чином, активне дослідження нових ліків або методів лікування, спрямованих на захист дофамінергічних нейронів, має вирішальне значення для лікування хвороби Паркінсона.

У попередніх дослідженнях застосування опосередкованого термінальною дезоксинуклеотидилтрансферазою dUTP нік-кінцевого маркування вказувало на те, що 0.6%–4,8% дофамінергічних нейронів у SN пацієнтів з хворобою ХП демонстрували апоптоз (Mochizuki et al., 1996). Електронна мікроскопія показала ознаки апоптозу, включаючи хроматичну конденсацію та апоптотичні тільця в дофамінергічних клітинах (Anglade et al., 1997). Томпкінс та ін. (1997) провели ультраструктурний аналіз аутопсії тканини головного мозку пацієнтів із ХП, БА та дифузною хворобою тільця Леві (ДБТЛ). Вони виявили апоптотичні тіла в щільному шарі SN у пацієнтів з PD та DLBD, надаючи переконливі докази нейронального апоптозу при PD та пов’язаних захворюваннях. Таким чином, зниження або придушення апоптозу в дофамінергічних нейронах є фундаментальним для лікування БП.

Попередні дослідження показали, що MPTP індукує симптоми, подібні до БП. MPTP проникає через гематоенцефалічний бар’єр і метаболізується моноаміноксидазами типу B в астроцитах. Згодом він перетворюється на токсичний MPP+, який накопичується в мітохондріях дофамінергічних нейронів через споживання білка транспортером DA. Таким чином, він генерує надлишок вільних радикалів кисню, які пригнічують активність комплексу I дихального ланцюга мітохондрій і синтез АТФ. Ці події ще більше сприяють утворенню вільних радикалів і реакцій окисного стресу, і врешті-решт призводять до дегенерації та смерті дофамінергічних нейронів. Таким чином, у цьому дослідженні використовувався MPP+ для встановлення носія in vitro в дофамінергічних нейронах MES23.5 і MPTP для індукування миші-носія для взаємної перевірки. Згідно з результатами аналізу MTT, MPP+ значно знижував життєздатність клітин MES23.5, що свідчить про те, що MPP+ був цитотоксичним для дофамінергічних нейронів. Результати також продемонстрували, що C. tubulosa ефективно підсилює експресію антиапоптичних білків і пригнічує посилення MPP+-індукованого апоптозу.

PD і GDNF

GDNF є нейротрофічним фактором, який вперше був виділений Lin et al. (1993). Lin та ін. (1993) також показали, що GDNF має специфічний харчовий вплив на дофамінергічні нейрони в середньому мозку щурів. GDNF, нейтурин (NTN), персефін (PSP) і артемін (ART) складають сімейство GDNF. Вони є структурно подібними та функціонально спорідненими секреторними білками (Kotzbauer та ін., 1996; Baloh та ін., 1998; Milbrandt та ін., 1998; Woodbury та ін., 1998).

Рецептор GDNF складається з двох компонентів. Перший компонент, GFR, фіксується до зовнішньої мембрани глікозилфосфатидилінозиту (GPI) і закріплюється на поверхні коннексину. Другим компонентом є білок Ret. Дослідження показали, що існує чотири різних типи ШКФ: ШКФ 1, ШКФ 2, ШКФ 3 і ШКФ 4. ШКФ 1 є високоафінним рецептором GDNF (Onochie та ін., 2000; Чен та ін., 2001; Ліндаль). та ін., 2001). Білок Ret є функціональним рецептором GDNF. Гомодимерна молекула GDNF безпосередньо зв’язується з GFR 1, утворюючи комплекси та взаємодіючи з Ret, що призводить до димеризації та активації Ret. Завдяки автофосфорилюванню Ret, Ret активує кілька загальних сигнальних шляхів TH. За відсутності білка Ret GDNF викликає фосфорилювання білка MAPK, PI-3 і PLC-, на додаток до експресії мРНК і функціональної активності C-fos через його рецепторний білок, GFR 1 (He et al., 2008).

Дослідження показали, що GDNF має найсильніший захисний ефект на дофамінергічні нейрони (Rangasamy та ін., 2010; Campos та ін., 2012). У транспортних засобах, які використовують MPTP і 6-гідроксидопамін (6-OHDA) для індукування пошкодження дофамінергічних нейронів, GDNF захищає дофамінергічні нейрони, зменшуючи апоптоз і сприяючи росту аксонів, щоб індукувати диференціацію стовбурових клітин (Lucas et al., 2012; Littrell та ін., 2013). Lin та ін. (1993) показали, що GDNF спеціально сприяє життєздатності, диференціації та росту аксонів дофамінергічних нейронів, щоб сприяти поглинанню DA нейронами. Дослідження також показало, що GDNF не тільки запобігає гострій токсичності, але й пом’якшує довгострокову токсичність MPP+ або 6-OHDA в дофамінергічних нейронах, а також запобігає загибелі клітин у стресових або пошкоджених клітинах (Yu et al., 2010). Крім того, GDNF сприяв проліферації та диференціації нервових стовбурових клітин до дофамінергічних нейронів середнього мозку (Lindsay, 1995), щоб врятувати дофамінергічні нейрони від ретроградної дегенерації (Hong-Juan et al., 2011).

Дослідження показали, що експресія GDNF в SN була значно знижена у носіях тварин (Yang et al., 2010). Це свідчить про те, що це може бути одним із механізмів патогенезу PD щурів. Ін'єкція 5–15 мкг/день GDNF у бічний шлуночок або смугасте тіло тварини-носія, індукованої MPTP, протягом трьох місяців поспіль сприяла нігростріарному ремонту дофамінергічної системи у тварини-носія (Grondin et al., 2002). Дослідження лікування GDNF для PD у тваринних транспортних засобах показали, що внутрішньомозкова ін’єкція GDNF у різні ділянки мозку, такі як SN, хвостате ядро ​​та бічний шлуночок, покращує рухові розлади, пов’язані з моделями PD у тварин, включаючи зниження рухової активності, ригідність м’язів та тремор (Grondin et al., 2002). Однак GDNF не може безпосередньо пройти через гематоенцефалічний бар'єр. Тому місцева церебральна ін’єкція GDNF пов’язана зі значним ризиком і труднощами при клінічному застосуванні. Застосування для введення екзогенного GDNF через мікросфери з контрольованим вивільненням, капсули з уповільненим вивільненням та вірусні гени все ще вивчаються (Liang та ін., 2010; Yang та ін., 2010; Qiao та ін., 2012). Враховуючи обмеження різних методів введення екзогенного GDNF в мозок, нейропротекторні агенти, які сприяють вивільненню ендогенного GDNF, є важливими для клінічного застосування.

ПД іC. tubulosaНанопорошок

ХП частіше зустрічається у людей середнього та літнього віку. Теорія ТКМ вважає, що PD в основному локалізується в мозку і в основному зумовлена ​​дефіцитом печінки та нирок, на додаток до недостатності життєвої енергії та крові. Згідно з цією теорією, лікування БП має зосереджуватися на активізації нирок і кісткового мозку.Ян та ін. (2010)використовували рандомізовані, подвійні сліпі та плацебо-контрольовані клінічні випробування та виявили, що комбінована терапія з використанням Мадопару та рецептів, що тонізують нирки, полегшує моторні дисфункції пацієнтів із ХП. Результат лікування був кращим, ніж одноразова терапія Мадопаром. Ефективність лікування ТКМ у вигляді монотерапії або призначення препаратів при ХП була підтверджена на моделях ХП на тваринах і клінічних застосуваннях. Застосування ТКМ для тонізування нирок і сприяння кровообігу зменшило дозу монотерапії для ХП із застосуванням Мадопару. Деякі дослідження показали, що TCM покращує симптоми хвороби Паркінсона та захищає дофамінергічні нейрони, що могло бути тісно пов’язане зі стимулюванням ендогенної експресії GDNF (Hong-Juan та ін., 2011; Цяо та ін., 2012).

Сполука, що тонізує нирки, використана в цьому дослідженні,C. tubulosaнанопорошок, містЦистанхе, епімедіум, іКореневище багатокутне. Сучасні дослідження свідчать про те, що хімічний складЦистанхеє ECH, який захищає дофамінергічні нейрони в SN у MPTP-індукованих мишей PD та пригнічує зменшення DA та транспортера DA (Чжао та ін., 2010). Крім того, він запобігає 6-спричиненому OHDA зниженню DA та захищає дофамінергічні нейрони смугастого тіла (Чен та ін., 2007). Епімедіум пригнічує активацію каспази-3 та виконує нейропротекторну роль (Лю та ін., 2011). Флавоноїди Epimedium ефективно сприяють проліферації та диференціації нервових стовбурових клітин (Яо та ін., 2010).

У цьому дослідженніC. tubulosaнанопорошок антагонізував підвищення MPP+-індукований апоптоз залежно від дози. Це значно покращило експресію TH ув пробірціносій і мав значні антиапоптотичні ефекти в дофамінергічних нейронах. У мишей-носіїв, індукованих MPTP, спостерігалися розлади поведінки та значно знижена експресія TH у тканинах середнього мозку та рівнях DA, що є типовими патологічними ознаками PD. Різні дозуванняC. tubulosaнанопорошок скоротив стаціонарну тривалість, посилив автономну діяльність, покращив поведінкові розлади, підвищив рівень DA в мозку та збільшив експресію TH у транспортних засобах. Ці результати свідчать про теC. tubulosaНанопорошок виявляв захисну дію на дофамінергічні нейрони, тим самим покращуючи поведінкові розлади транспортних засобів. Різні дозуванняC. tubulosaнанопорошок збільшив експресію білка GDNF та його рецепторних білків у мозку мишей-транспортних засобів. ВисокодозоваC. tubulosaлікування значно посилювало експресію Bcl2 і знижувало експресію Bax, що свідчить про те, щоC. tubulosaнанопорошокможе сприяти експресії та секреції GDNF у пошкодженому MPTP мозку миші. Крім того, він може проявляти нейропротекторну дію на дофамінергічні нейрони та мінімізувати нейрональний апоптоз завдяки нейротрофічній допоміжній ролі GDNF.

Це дослідження продемонструвало цеC. tubulosaнанопорошок виявляв захисну дію на дофамінергічні нейрони в обохв пробірціів природних умовахі підвищена експресія TH для покращення вмісту DA. Він також покращив поведінкові розлади у мишей-носіїв, індукованих MPTP, регулював експресію білка GDNF та його рецепторних білків у SN, і мав антиапоптотичний ефект у мишей PD. Механізм, що лежить в основі клінічних ефектівC. tubulosaнанопорошок у PD може включати збільшення вмісту ендогенного GDNF у мозку та, таким чином, зменшення пошкодження дофамінергічних нейронів.

НАТУРАЛЬНА ЦИСТАНКЕ ТУБУЛОЗА ДЛЯ ПОКРАЩЕННЯ СТАТЕВОЇ ФУНКЦІЇ PHGS75% ECH 30% ACT 12