Порівняльне дослідження впливу куркуміну та його наночастинок на ріст, імунітет і стійкість до теплового стресу нільської тілапії (Oreochromis Niloticus)

Другим за поширеністю видом Fsh, що виробляється в усьому світі після коропа, є нільська тиляпія (Oreochromis niloticus) 1,2. Наразі тиляпію культивують у понад 120 країнах світу2. Світове виробництво тілапії підскочило з менш ніж 0,5 мільйона метричних тонн (MMT) на початку 1990-х років до 6,03 MMT у 2018 році із середньорічним темпом зростання 13,5 відсотка 2.

Однак інтенсивне вирощування тілапії робить її чутливою до різних стресових факторів, таких як тепловий стрес (HS), головний наслідок глобального потепління3. Хоча нільська тілапія може переносити широкий діапазон температур (оптимальний температурний діапазон становить 25–28 градусів), температура води вище оптимального діапазону може пригнічувати імунну систему та пошкоджувати її антиоксидантну реакцію4,5. ГС пригнічує імунну систему за допомогою клітинно-опосередкованої та гуморальної імунної відповіді.

Наприклад, виявлено, що ГС знижує рівень імуноглобулінів (IgG та IgM)7. Первинні показники імунної відповіді (лейкоцити, еритроцити, гемоглобін і глюкоза) також страждають під час HS8. Лящ тупий (Megalobrama amblycephala Yih) продемонстрував підвищення рівня лізоциму, альтернативної активності комплементу, загального білка та рівня IgM після впливу теплового стресу протягом 6 годин, отже, ці параметри знизилися9. Отже, тепловий стрес може негативно вплинути на здоров’я риб, призводячи до регресії росту та високої смертності Fsh10. Зміцнення захисних механізмів риб шляхом введення в раціон імуностимуляторів стало пріоритетним напрямком контролю стресових факторів в аквакультурі11. Серед різноманітних імуностимуляторів лікарські трави містять хімічні компоненти, які зміцнюють імунітет за допомогою специфічних або неспецифічних шляхів, роблячи тварину більш стійкою до зовнішніх стресорів12.

Гемоглобін є важливим білком в нашому людському організмі, який може транспортувати молекули кисню до різних частин тіла та забезпечувати організм достатньою кількістю кисню. У той же час гемоглобін також може боротися з пошкодженням вільних радикалів і відігравати важливу антиоксидантну роль. Окрім впливу на серцево-легеневу функцію, ці ефекти також можуть підвищити імунітет організму та зробити нас здоровішими.

Дослідження показали, що рівень гемоглобіну тісно пов'язаний зі здатністю організму протистояти хворобам. Більш високий рівень гемоглобіну може допомогти організму покращити свою здатність боротися з бактеріями та вірусами та запобігти виникненню захворювань. У той же час гемоглобін також може підвищити імунітет організму та покращити реакцію організму на вакцини, тим самим ефективно запобігаючи захворюванням.

Крім того, гемоглобін також може впливати на метаболізм організму та імунну функцію. Нестача гемоглобіну може призвести до нестачі кисню в організмі, що негативно впливає на ріст клітин і імунну функцію. Таким чином, наявність достатньої кількості гемоглобіну може забезпечити нормальну роботу різних фізіологічних функцій організму людини, тим самим ефективно підвищуючи імунітет людини.

Одним словом, вплив гемоглобіну на імунітет людини дуже важливий. Підтримка належного рівня гемоглобіну може захистити імунну систему організму та запобігти захворюванням. Тому ми повинні приділяти більше уваги харчовим добавкам, багатим залізом, таким як червоне м’ясо, бобові та овочі, щоб забезпечити організм достатньою кількістю гемоглобіну. Водночас зміцнюйте свою імунну систему та захищайте своє здоров’я, дотримуючись фізичних вправ, дотримуючись хороших життєвих звичок і розумного харчування. З цієї точки зору нам необхідно підвищувати свій імунітет. Цистанхе може значно підвищити імунітет, оскільки цистанхе багатий різноманітними антиоксидантними речовинами, такими як вітамін С, вітамін С, каротиноїди тощо. Ці інгредієнти можуть поглинати вільні радикали та зменшувати окислювальний стрес. Стимулюють і підвищують опірність імунної системи.

Клацніть на переваги цистанчі для здоров’я

Куркумін - це оранжево-жовтий, гідрофобний, біоактивний рослинний інгредієнт і поліфенольна сполука, видобута з куркуми (Curcuma longa). Основними активними компонентами куркуміну є диферулоілметан (77 відсотків), деметоксикуркумін (17 відсотків) і бісдеметоксікуркумін (6 відсотків)13. Дивно, але куркумін має противірусні, протигрибкові, протизапальні, антиоксидантні та протипухлинні властивості14–17. Таким чином, куркумін може стимулювати вроджену імунну систему у fsh18,19. Кілька досліджень показали сприятливий вплив куркуміну як потенційного імуностимулятора та антиоксиданту в раціоні різних видів риб20–26. Однак погана розчинність у воді та біодоступність обмежують практичне застосування куркуміну13.

Нещодавно був розроблений нанокуркумін, щоб уникнути поганих властивостей доставки куркуміну та посилити його терапевтичні ефекти27. На відміну від куркуміну, який утворює грудки через низьку розчинність у воді, нанокуркумін повністю розчиняється у водному середовищі і не утворює грудок завдяки наявності дзета-потенціалу27. У порівнянні з вільним куркуміном нанокуркумін продемонстрував вищу проникність, більш тривалу циркуляцію та кращу системну біодоступність у плазмі та тканинах28–30.

Згідно з Jiang та ін.31 куркумін, завантажений у наносфери, стимулював його антиоксидантну та імунологічну активність. Ці ефекти можуть бути пов’язані зі зменшенням часток до нанометричного масштабу, що забезпечує стійке вивільнення активних матеріалів і підвищує біодоступність і рівні молекулярної дисперсії31. Хоча не було проведено жодних досліджень для порівняння впливу нанокуркуміну з ефектом його вільної форми на ФС, нещодавно його випробували на таких птахах, як японські перепілки (Coturnix japonica)32. Marchiori та ін.32 виявили, що наноінкапсульований куркумін покращує продуктивність японських перепелів (Coturnix japonica) при втричі меншій дозі, ніж вільний куркумін, що вказує на потенціал наноматеріалів для покращення тваринництва.

До цих пір нанокуркумін не тестувався в рибних раціонах. Таким чином, це дослідження мало на меті оцінити вплив дієтичних добавок із вільною або наноформою куркуміну на покращення продуктивності росту, стану імунітету та стійкості до теплового стресу нільської тілапії.

Матеріали та методи

Експериментальні дієти.

Склад і хімічний аналіз експериментальних дієт наведено в таблиці 1. Було підготовлено сім ізоазотистих (28 відсотків білка) та ізокалорійних (445 ккал/100 г сухої речовини) дієт. Шість дієт були доповнені трьома рівнями нанокуркуміну (50 (CN50), 100 (CN100), 200 (CN200) мг кг-1 дієти) або вільного куркуміну (50 (C50), 100 (C100), 200 (C200). ) мг кг−1 дієти), а контрольну дієту залишили без добавки (CON). Сухі та свіжозмелені інгредієнти ретельно перемішували вручну з додаванням олій. Після цього всі інгредієнти замісити, поступово додаючи теплу воду. Тісто дробили за допомогою м'ясорубки відповідного діаметру. Дієти сушили на сонці та зберігали при -20°С у пластикових банках.

Риби та дослідні установки.

Молодь нільської тиляпії (Oreochromis niloticus) була отримана з комерційної ферми поблизу Олександрії та зберігалася в акваріумі зі скловолокна (1 м3) у лабораторії розведення риби в Національному інституті океанографії та рибного господарства, Олександрійське відділення, Єгипет. Сто шістдесят вісім риб (13,54±0,32 г) було поповнено в 21 скляному акваріумі (акваріум 70 л-1) із щільністю 8 риб на акваріум. Кожне лікування складалося з 3 реплікатів (A, B і C). Риб акліматизували в акваріумі протягом 2 тижнів і годували контрольною дієтою для адаптації до експериментальних дієт. Рибу годували експериментальним раціоном тричі на день до насичення протягом 65 днів. У кожен акваріум з постійною аерацією подавали дехлоровану водопровідну воду. Кількість корму, спожитого під час кожної процедури, розраховували щотижня за різницею у вазі харчових контейнерів до та після годування. Світловий період був встановлений на 12 год:12 год світло:темрява відповідно. Параметри якості води контролювали щотижня протягом усього експерименту за допомогою багатопараметричного фотометра Hanna Aquaculture, HI83303. Температуру води, розчинений кисень, аміак-N і pH реєстрували наступним чином; 25±2,1 градуса, 6,4 мг/л, 0,05 мг/л і 7,7 відповідно. Після впливу теплового стресу (40 градусів), розчинений кисень і аміак-N в акваріумі становили 2,1 мг/л і 0,62 мг/л відповідно. Через 2 години після годування кал видаляли сифоном.

Етична декларація.

Експерименти проводилися згідно з рекомендаціями, викладеними та схваленими Національним інститутом океанографії та Комітетом рибальства з інституційного догляду за водними організмами та експериментальними тваринами (NIOF-IACUC), Єгипет.

Препарат куркуміну та нанокуркуміну.

Куркумін і нанокуркумін були підготовлені дослідницьким відділом NanoTech Єгипту з фотоелектроніки та нанотехнологій. Нанокуркумін був отриманий методом відновлення, як описано Dhivya та ін.33. Спектри поглинання UV–Vis були отримані на волоконно-оптичному спектрофотометрі Ocean Optics USB2000 plus VIS–NIR. Для вивчення морфології поверхні та розміру наночастинок використовувався просвічуючий електронний мікроскоп (ТЕМ) високої роздільної здатності JEOL JEM-2100. ТЕМ-зображення показало майже сферичну форму, гладку поверхню та рівномірний розподіл розміру майже 50±5,5 нм нанокуркуміну (рис. 1). Розподіл частинок за розміром і дзета-потенціал частинок нанокуркуміну визначали за допомогою приладу Zetasizer Malvern (Malvern, Великобританія), версія 7.13, серійний номер: MAL 1203718. Дзета-потенціал (мВ) і дзета-відхилення (мВ) становили -25 .0 та 4,16 відповідно (рис. 2).

Хімічний склад тіла.

Перед початком випробування з годівлею 10 риб було випадково відібрано та заморожено при -20 градусів для аналізу біохімії всього тіла. Наприкінці випробування з годівлею для біохімічного аналізу всього тіла було відібрано шість риб за одну обробку. Усі зразки були негайно заморожені при температурі -20 градусів до аналізу. Для оцінки сирого протеїну, ліпідів, вологи та вмісту золи в усіх зразках використовували методи AOAC34.

Забір крові.

Після експерименту з годівлею для аналізу крові відбирали по шість риб за одну обробку. Гвоздична олія (0,1 мл/л) використовувалася для анестезії риб. Зразки крові (1 мл) збирали з хвостової вени риби в пластикові мікропробірки, що містять антикоагулянт (дікалій етилендіамінтетраоцтова кислота, EDTA), для збереження зразків для використання в гематологічному аналізі. Один мл крові з кожного зразка збирали в мікропробірки без антикоагулянту і центрифугували протягом 10 хвилин при 2500×g для відділення сироватки, яка була призначена для біохімічного аналізу.

Гематологічний аналіз.

Еритроцити, гематокрит (HCT), гемоглобін (HGB), середній корпускулярний об’єм (MCV), середній корпускулярний гемоглобін (MCH), середня корпускулярна концентрація гемоглобіну (MCHC), тромбоцити (PLT), лейкоцити та диференційна кількість (нейтрофіли (NEUT), лімфоцити) (LYMPH)), моноцитів (MON), еозинофілів (EO), базофілів (BAS) і незрілих гранулоцитів (IG) підраховували за допомогою автоматичного гемоцитометра XE 2100 (Advia 2120 & Sysmex, Siemens). Усі зазначені показники оцінювали до та після теплового стресу.

Біохімія сироватки крові.

У сироватці зразків крові аналізували аланінамінотрансферазу (АЛТ), аспартатамінотрансферазу (АСТ), імуноглобулін М (IgM), комплемент 3 і 4 (С3 і С4 відповідно), кортизол і глюкозу. Глюкозу аналізували згідно з гексокіназним методом35 за допомогою Cobas pack (номер посилання, 04404483 190) через аналізатор Cobas-c 311, системний ідентифікатор 0768316. Кортизол визначали методом формування відповідного імунного комплексу36 за допомогою електрохемілюмінесцентного імуноаналізу «ECLIA» Pack (номер 11875116 122) з використанням імуноаналізатора Cobas-e. Аналіз АЛТ проводили за допомогою Cobas C pack (референтний номер, 207649q57 322), аналізатора Cobas-C 311, системний ідентифікатор 0,764,957.

АлАТ було виявлено відповідно до Bergmeyer et al.37 та ECCLS38. АЛТ каталізує реакцію між L-аланіном і 2-оксоглутаратом. Те-утворений піруват відновлюється NADH у реакції, що каталізується лактатдегідрогеназою (LDH), з утворенням L-лактату та NAD. Швидкість окислення НАДН прямо пропорційна каталітичній активності АЛТ. Визначається шляхом вимірювання зменшення абсорбції. AST у зразку каталізує перенесення аміногрупи між L-аспартатом і 2-оксоглутаратом з утворенням оксалоацетату та L-глутамату.

Потім оксалоацетат реагував з NADH у присутності малатдегідрогенази (MDH) з утворенням NAD. Цей аналіз дотримувався рекомендацій IFCC, але був оптимізований відповідно до Bergmeyer et al.37 та ECCLS38 з використанням Cobas c pack (референтний номер, 20764949322) через аналізатор Cobas-C 311. Ідентифікаційний номер системи 076494I. IgM визначали на основі принципу імунологічної аглютинації39 за допомогою Cobas c 311, система ID 0767883 з використанням Cobas c pack (референтний номер, 03507190). Антитіла IgM і антигени прореагували один з одним у зразку і утворили комплекс антиген/антитіло. Після аглютинації це було виміряно турбідиметрично на суб/основній довжині хвилі: 700/340. C3 і C4 визначали шляхом утворення осаду шляхом додавання специфічної антисироватки, а потім їх визначали турбідиметрично на суб/основній довжині хвилі: 700/34039. C3 було виміряно за допомогою Cobas c 311, ідентифікаційний номер системи 0765600 з використанням Cobas c pack (довідковий номер, 03001938322). C4 аналізували за допомогою Cobas c 311, ідентифікаційний номер системи 0765619 з використанням Cobas c pack (референтний номер, 03001962322).

Тепловий стрес.

Після завершення експерименту з годівлею по п’ять риб із кожної повторності було зібрано з експериментального скляного акваріума та перенесено в 0.5-тонну акваріум зі скловолокна, що містить 7 додаткових одиниць для вирощування (7- L перфоровані пластикові циліндричні контейнери). Кожен контейнер представляє копію кожного лікування. Репліки A, B і C кожної обробки піддавалися тепловому стресу в перший, другий і третій дні відповідно. Таким чином, виклик теплового стресу повторювався тричі протягом трьох днів поспіль. Температуру води поступово підвищували з 25 до 40 градусів протягом 3 годин. Температуру води контролювали за допомогою штучного термостата. Після експозиції до 40 градусів протягом 4 годин, FSH з кожного блоку анестезували гвоздиковою олією. Зразки крові збирали для визначення АЛТ, АСТ, IgM, С3 і С4, рівнів глюкози і кортизолу, а також гематологічного підрахунку риби.

Статистичний аналіз.

Дані про продуктивність росту та використання корму обробляли за допомогою одностороннього дисперсійного аналізу (ANOVA). Двосторонній дисперсійний аналіз використовувався для оцінки впливу теплового стресу та експериментальних дієт на рибу. Для ранжирування середніх використовувався пост-тест Дункана. P Менше або дорівнює 0.05 вважалося статистично значущим. Вся статистика оброблена за допомогою пакету SPSS (версія 23.0).

Декларація.

Усі методи описані в рекомендаціях ARRIVE 2.0.

Результати

Продуктивність росту та використання корму.

Продуктивність росту та результати використання корму рибою, яку годували експериментальними раціонами, представлено в таблиці 2. Найвищу кінцеву вагу (FW) і приріст ваги (WG) було отримано у риби, яку годували CN100, а потім і CN200 (P Менше або дорівнює 0.05). Риба, яку годували CN50, давала помірні FW і WG і була подібною до риби, яку годували C100 (P більше або дорівнює 0.0 5). Найнижчі результати WG були зареєстровані у CON, C50 або C200 з годуванням fsh (P менше або дорівнює 0,05). Риба, яку годували CN100 і CN200, продемонструвала найвищу питому швидкість росту (SGR), потім CN50 і C100 (P менше або дорівнює 0,05). Однак SGR у CN200, що підживлювався fsh, істотно не відрізнявся від CN50 або C100 (P більше або дорівнює 0,05). Групи риб CON, C50 і C200 дали найнижчий SGR (P менше або дорівнює 0,05). Найвищий результат середньодобового приросту (ADG) був зафіксований у групі CN100, потім CN200, а потім групи CN50 і C100 (P менше або дорівнює 0,05). Групи CON, C50 і C200 показали найнижчі значення ADG (P менше або дорівнює 0,05). Найвище споживання корму (FI) було зареєстровано в групах CN50, CN100, CN200 і C100, за якими йдуть групи CON, C50 і C200 (P менше або дорівнює 0,05). Найнижчий FCR був виявлений у CN100 і CN200, потім CN50 і C100, тоді як найвищі значення FCR спостерігалися в CON, C50 і C200 (P менше або дорівнює 0,05). Групи CN100 і CN200 дали найвищі значення коефіцієнта ефективності білка (PER), потім CN50 і C100, тоді як найнижчі значення були отримані в CON, C50 і C200 (P менше або дорівнює 0,05).

Хімічний склад тіла.

Результати приблизного хімічного складу нільської тиляпії, яку годували експериментальними дієтами, проілюстровано в таблиці 3. Не було суттєвих відмінностей у сухій речовині між різними групами (P більше або дорівнює 0.05 ). Найвищі значення сирого білка (CP) були отримані в CN50, CN100, CN200 і C100, за якими йдуть CON, C50 і C200 (P Менше або дорівнює до 0,05); однак C50 істотно не відрізнявся від CN50, CN100 і C100 (P більше або дорівнює 0,05). Усі види лікування мали вищий коефіцієнт неочищених ліпідів, ніж CON (P менше або дорівнює 0,05). Найвищі показники зольності були зафіксовані в CON і C200, потім у C50, а найнижчі результати спостерігалися в CN50, CN100, CN200 і C100 (P менше або дорівнює 0,05).

Гематологічний аналіз.

Таблиця 4 показує гематологічний аналіз риби після експерименту з годівлею при 25 градусах і після теплового стресу при 40 градусах. Результати показали, що експериментальні дієти та тепловий стрес значно вплинули на деякі гематологічні параметри (P менше або дорівнює 0.05). Експериментальні дієти не вплинули на гематологічні показники (P більше або дорівнює {{10}}.05), за винятком C200, який дав вищу кількість лейкоцитів і нижчу кількість нейтрофілів порівняно з іншими експериментальними дієтами (P менше ніж або дорівнює 0,05). Однак після теплового стресу було виявлено збільшення кількості тромбоцитів, MCV, MCH, лейкоцитів і нейтрофілів, тоді як кількість лімфоцитів була знижена (P менше або дорівнює 0,05) і не було жодного впливу на інші гематологічні параметри (P більше або дорівнює 0,05).

Біохімічний аналіз крові.

Результати біохімічного аналізу крові до та після теплового стресу нільської тиляпії, яку годували експериментальними дієтами, наведено в таблиці 5. Існує глибокий вплив як дієти, так і теплового стресу на біохімічні параметри крові fsh (P Менше або дорівнює до 0.05). ALT показала найвищу активність у C200, потім CON і C100, а потім C50 і CN200, тоді як найнижчі значення були отримані при лікуванні CN50 і CN100 (P менше або дорівнює 0,05). Найвища активність AST була виявлена ​​у C200, за якою йшли C100 і CON, потім C50, тоді як найнижча активність була виявлена ​​​​в CN50, CN100 і CN200 (P менше або дорівнює 0,05).

Однак значення AST у CN20{{10}} істотно не відрізнялося від C50 (P більше або дорівнює 0.{{35} }5). Найвищі рівні IgM були отримані в C200, C100, CN100 і CN200, потім CN50, тоді як C50 і CON дали найнижчі значення (P Менше більше або дорівнює 0,05). C200 показав найвищий рівень C3, за яким слідує CN50 (P менше або дорівнює 0,05), тоді як C100, CN100 і CN200 суттєво не відрізняються від C200 або CN50 (P більше або дорівнює 0,05). C50 і CON дали найнижчі значення для C3 (P менше або дорівнює 0,05). Найвищі значення C4 були знайдені в C200 і CN200, потім CN50, а потім CN100 і C100, тоді як C50 і CON дали найнижчі результати (P менше або дорівнює 0,05). C200 показав найвище значення кортизолу, потім CON, потім C100, а потім CN200 і C50 (P менше або дорівнює 0,05). Найнижчі результати кортизолу були зареєстровані для CN50 і CN100 (P менше або дорівнює 0,05). Глюкоза, отримана в C200 і CON, була вищою, ніж в інших варіантах лікування (P менше або дорівнює 0,05). Після теплового стресу спостерігалося підвищення АЛТ, АСТ, IgM, С3, С4, кортизолу та глюкози (Р менше або дорівнює 0,05).

Обговорення

У поточному дослідженні годування нільської тілапії дієтами, що містять куркумін, призвело до помітно кращих результатів росту порівняно з контрольною дієтою. Крім того, це дослідження дивовижно показує перевагу нанокуркуміну над його вільною формою в покращенні продуктивності росту нільської тілапії. У поточному дослідженні найкращі показники росту (WG, SGR і ADG) і використання корму (FCR і PER) нільської тиляпії були досягнуті при споживанні 100 мг кг-1, після чого в раціоні 200 мг кг-1 нанокуркуміну. . Це погоджується з Махмудом та ін.23, який виявив, що годування нільської тілапії (Oreochromis niloticus) 50 або 100 мг/кг куркуміну покращує продуктивність росту та використання корму. Вони пов’язали це покращення продуктивності росту та використання корму з покращенням активності травних ферментів (амілази, протеази, трипсину та ліпази)22,40.

Крім того, куркумін може посилювати інші ферменти (Na плюс /K плюс -АТФ-азу, кишкову лужну фосфатазу, гамма-глутамілтранспептидазу та креатинкіназу), які відповідають за розщеплення та засвоєння поживних речовин22. Крім того, куркумін може працювати як пребіотик, сприяючи роботі кишкових форумів і покращуючи кишкове травлення та всмоктування, що призводить до покращення загального стану здоров’я та зростання fsh40. Позитивний вплив дієтичних добавок куркуміну було виявлено на різних видах риб, таких як білий амур (Ctenopharyngodon ideas)41, карась (Carassius auratus)22, великий жовтий горбуль (Pseudosciaene crocea)42, райдужна форель (Oncorhynchus mykiss)17 та азіатська морський окунь (Lates calcarifer)43.

Як згадувалося раніше, це дослідження є кращим для наночастинок куркуміну порівняно з вільним куркуміном у підвищенні швидкості росту нільської тілапії. Іншими словами, менша доза нанокуркуміну може підвищити ефективність росту нільської тиляпії та дати той самий ефект, що й більша доза вільного куркуміну. Наприклад, дієта з 50 мг кг-1 нанокуркуміну дала такий же ефект, як дієта з 100 мг кг-1 вільного куркуміну. На підтвердження, нанокуркумін продемонстрував 60-кратне збільшення біологічного періоду напіврозпаду порівняно з вільним куркуміном на моделях щурів44. Крім того, нанокуркумін демонструє вищу системну біодоступність у плазмі та тканинах порівняно з вільним куркуміном30. Це може бути пов’язано з низькою розчинністю вільного куркуміну у воді; отже, він утворює агрегати та сприйнятливий до опсонізації, тоді як нанокуркумін повністю розчиняється у воді без агрегацій завдяки своєму дзета-потенціалу27.

Додавання вільного куркуміну та нанокуркуміну на найвищому рівні (200 мг кг-1 дієти) у поточному дослідженні знизило продуктивність росту та використання корму порівняно з CON. Насправді куркумін є поліфенолом. Повідомлялося, що низькі дози поліфенолів можуть біонакопичуватися в тканинах організму, де вони не повністю всмоктуються в кишечнику45. Високі рівні поліфенолів можуть спричинити регресію росту46. Цей ефект був меншим при лікуванні нанокуркуміном, що вказує на те, що нанокуркумін може бути безпечнішим, ніж його вільна форма. На підтримку Lee et al.47 показали біобезпеку використання нанокуркуміну.

У цьому дослідженні куркумін і нанокуркумін підвищили вміст сирого білка і ліпідів в організмі риби. Подібним чином дієтичні добавки з куркуміном на рівнях 50–200 мг кг-1 дієти значно покращили відкладення сирого ліпіду та білка в м’язах нільської тілапії23. Це може бути пов’язано з регуляцією кишкової мікробіоти, що покращує ефективне використання поживних речовин23. Іншим поясненням може бути благотворний вплив куркуміну на активність травних ферментів риб, включаючи трипсин, ліпазу та амілазу22. Крім того, негативно заряджені частинки, такі як нанокуркумін, уповільнюють швидкість адсорбції сироваткових білків, що призводить до більш тривалого періоду напіврозпаду, ніж позитивно заряджені частинки48. Це могло б пояснити, чому дієти, які годували рибою і містили нанокуркумін, мали більший вміст сирого протеїну, ніж дієти, які годували рибою без куркуміну.

Будь-яке підвищення активності печінкових ферментів, таких як АЛТ і АСТ, є біологічним маркером пошкодження печінки49,50. У цьому дослідженні рівні АЛТ і АСТ були знижені в групах нанокуркуміну до або після теплового стресу та до певної міри в групах вільного куркуміну, демонструючи переваги нанокуркуміну (це було виправдано раніше в цій дискусії). ). Подібним чином куркумін може запобігти гепатотоксичності у щурів, спричиненій перекисом водню, і знизити рівні ферментів ALT і AST51. Крім того, експериментальні результати на мишах із фіброзом, спричиненим чотирихлористим вуглецем (CCl4), показали, що нанокуркумін значно знижує рівні АЛТ і АСТ 52. Таким чином, здатність куркуміну знижувати деякі маркери крові (такі як АЛТ і АСТ) вказує на його здатність як антибіотиків. -збудник запалення при ураженні печінки53.

Незважаючи на захисну дію куркуміну проти пошкодження печінки в цьому дослідженні при помірній концентрації (дієта 100 мг кг-1), побічні ефекти виявилися при вищій концентрації (дієта 200 мг кг-1). Слідуючи тій же моделі, куркумін також продемонстрував залежний від концентрації ефект у гігантського коропа (Cyprinus carpio), який страждав від пошкодження печінки, викликаного CCl54. Так само було виявлено, що куркумін має подвійний вплив на алкогольне ураження печінки у самців щурів залежно від концентрації, оскільки його захисний ефект досягається лише при низькій концентрації, але прискорення ураження печінки спостерігалося при вищій концентрації 55. Інше дослідження в щури показали, що висока концентрація куркуміну при тривалому прийомі може зменшити масу тіла, прискорити окислювальний стрес і запалення та стимулювати пошкодження печінки, підвищуючи рівні АСТ і -ГГТ56.

Подвійний ефект куркуміну може бути пов’язаний із його здатністю стимулювати гемоксигеназу-1 (HO-1) у нетоксичних і токсичних концентраціях, а індукція HO-1 пов’язана з виробництвом активних форм кисню (АФК), що свідчить про причинно-наслідковий зв’язок57. Подібним чином Cao та ін.58 виявили, що при нижчих концентраціях куркумін має сприятливий ефект, індукуючи антиоксидантну активність; однак більш високі концентрації підвищують клітинні рівні ROS, що призводить до окисного пошкодження ДНК у клітинах гепатоми людини G2.

Тепловий стрес підвищує показники стресу, такі як рівень кортизолу та глюкози. У поточному дослідженні включення куркуміну (за винятком дієти з високою дозою 200 мг кг-1) або нано-куркуміну в дієти тілапії знижувало рівень глюкози та кортизолу до або після теплового стресу. Найкращі рівні кортизолу були виявлені при CN50 і CN100. Ймовірно, це виправдано природою куркуміну як поліфенолу. Було показано, що поліфеноли покращують показники стресу, кортизолу та глюкози59,60). Ці ефекти також можна пояснити антиоксидантними властивостями куркуміну, який, як було встановлено, усуває ліпідні радикали в клітинній мембрані та перетворюється на феноксильний радикал14,61. Крім того, куркумін знижує рівень глюкози в печінці, збільшуючи поглинання глюкози за рахунок регуляції експресії генів GLUT2, GLUT3 і GLUT462. На підтримку Вей та ін.63 виявили, що дієтичний куркумін значно знижує спричинений стресом кортизол на одну третину у свиней.

Однак у цьому дослідженні більш висока концентрація куркуміну (200 мг кг-1 дієти) призвела до більш високого рівня кортизолу порівняно з іншими методами лікування, включаючи контрольну групу. Паралельно C200 виробляв більш високий рівень глюкози, подібний до того, що був отриманий контрольною групою. Той самий ефект спостерігався у курей-несучок, де більш високі дози куркуміну не знижували рівень кортизолу порівняно з нижчими концентраціями, які знижували рівень кортизолу до або після впливу високої температури 64. Автори пов’язали цей ефект із потенціалом подвійної дії куркуміну, оскільки він може діяти як антиоксидант та/або окислювач, залежно від його дози65. Висока концентрація пероксидів збільшує вивільнення АФК, які пошкоджують клітини та тканини65.

У цьому дослідженні експериментальні дієти не впливали на гематологічні показники, за винятком C200, який давав більш високі лейкоцити та нижчі нейтрофіли порівняно з іншими експериментальними дієтами. Підвищена кількість лейкоцитів при високому рівні куркуміну (дієта 200 мг кг-1) може підкреслити стресовий стан риби при цій концентрації. Лейкоцитоз прямо пропорційний тяжкості стресу, а також шкоди від стресу, яка згодом запускає систему імунного захисту 66,67.

Температура впливає на гематологічні показники при fsh68. У зв’язку з цим після теплового стресу кількість тромбоцитів, MCV, MCH, лейкоцитів і нейтрофілів була підвищена, а кількість лімфоцитів зменшилася, і не було ніякого впливу на інші параметри крові в поточному дослідженні. На підтримку Grzelak et al.69 повідомили про значну лімфопенію та нейтрофільоз у рибок даніо (Danio rerio), які перенесли гострий стрес, порівняно з нестресованими або контрольними FSH. Крім того, термічний стрес призводить до гіпоксії або аноксії 70, 71, і про цей ефект повідомлялося в цьому дослідженні. У свою чергу, було виявлено, що гіпоксія збільшує кількість лейкоцитів, тромбоцитів і нейтрофілів і зменшує кількість лімфоцитів у тілапії червоної 72. Це може бути пов’язано з підвищеним рівнем кортизолу 72. Нейтрофільоз і лімфопенія були очевидними після лікування кортизолом. у коропа (C. carpio L.)73. Карась (Carassius carassius) виробляв високе співвідношення нейтрофілів до лімфоцитів у крові після стресу, що тісно пов’язане з підвищеним рівнем глюкокортикоїдів 74.

Імуноглобулін М і комплемент (C3 і C4) є основними компонентами вродженої імунної системи риб, і вони є одними з перших ліній захисту імунної системи та відіграють вирішальну роль у захисті здоров’я риб75–78. IgM і комплемент відіграють важливу роль у захисті організму тварин від інфекції під час стресу, а також сприяють поглинанню апоптичних і пошкоджених клітин79–82. Насправді, до і після теплового стресу в цьому дослідженні рівні IgM, C3 і C4 підвищувалися з включенням куркуміну в їжу. Крім того, нанокуркумін показав краще поліпшення цих показників, ніж вільний куркумін. Представлені тут результати для IgM, C3 і C4 висвітлюють два факти: низька доза куркуміну краща, а нанопрепарат ефективніший (що було виправдано раніше в цій дискусії). На підтвердження, куркумін індукував вроджену імунну відповідь нільської тілапії в дозі 50 мг кг-1 дієти, але ріст пригнічувався на більш високих рівнях23. Дане дослідження показало, що рівні IgM, C3 і C4 підвищуються при підвищенні температури, що свідчить про стимуляцію вироблення протизапальних речовин для зменшення пошкодження тканин. Це підтверджується результатами даного дослідження сироваткових ферментів печінки (АЛТ і АСТ). Відомо, що тепловий стрес викликає пошкодження тканин і окислювальний стрес у риб; таким чином, це призводить до апоптозу та загибелі клітин83–85. Короткочасний гострий тепловий стрес призводить до підвищення регуляції C3 і C486. Крім того, дефіцит системи комплементу посилює пошкодження судин, проникність судин і ангіоневротичний набряк 87. Поступове підвищення рівня IgM у плазмі крові спостерігалося з підвищенням температури (18, 23, 28, 33 градуси) у нільської тілапії, за винятком найвищої температури10. Подібним чином вирощування морського окуня (Dicentrarchus labrax) при високій температурі (23 градуси) підвищувало рівень IgM порівняно з вирощуванням риби при температурі 17 градусів 88. Навпаки, інші дослідження показали, що HS знижував рівні IgM, C3 і C4 у fsh89– 91. Ця розбіжність може бути виправдана тривалістю теплового стресу, коли рівні IgM, C3 і C4 підвищуються під час гострого стресу, але знижуються під час хронічного стресу9,10. Лящ (Megalobrama amblycephala Yih) продемонстрував збільшення альтернативної активності комплементу та рівнів IgM після 6 годин впливу теплового стресу, який знизився через 12 годин 9.

Підсумовуючи, нанокуркумін має перевагу над вільним куркуміном у покращенні продуктивності росту, показників стресу, неспецифічного імунітету та стійкості до теплового стресу нільської тілапії. Дієтичні добавки нанокуркуміну на рівнях 50 або 100 мг кг-1 дієти були ефективними для покращення продуктивності та пом’якшення негативних наслідків теплового стресу, тоді як дози 100 або 200 мг кг-1 дієти покращили продуктивність росту нільської тілапії. . Таким чином, доза 100 мг кг-1 дієти була ефективною як для продуктивності росту, так і для термостійкості.

Доступність даних

Усі дані, отримані або проаналізовані під час цього дослідження, включені в цю опубліковану статтю.

Список літератури

Wang, M. & Lu, M. Tilapia polyculture: Глобальний огляд. Аквакульт. рез. 47, 2363–2374 (2016).

2. ФАО (Продовольча та сільськогосподарська організація ООН). 2020. Глобальне виробництво аквакультури 1950–2020.

3. Bao, JW та ін. Відповіді біохімії крові, складу жирних кислот і експресії мікроРНК на тепловий стрес у генетично вдосконаленої тілапії (Oreochromis niloticus). Ж. Термін. Biol. 73, 91–97 (2018).

4. Ель-Сайєд, AFM Tilapia Culture 2nd edn, 348 (Elsevier/Academic Press, 2020).

5. Dawood, MAO, Eweedah, NM & Elbialy, ZIA Дієтичний бутират натрію покращив біомаркери кров’яного стресу, білки теплового шоку та імунну відповідь нільської тілапії (Oreochromis niloticus), яка піддавалася тепловому стресу. Ж. Термін. Biol. 88, 102500 (2020).

6. Багат М. та ін. Вплив теплового стресу на імунну систему молочної худоби. Rev. Res. вет. Sci. 126, 94–102 (2019).

7. Chu, GM & Song, YM Показники росту, характеристики крові та імунні реакції свиней на відгодівлі в різні сезони. Азіатський Дж. Анім. вет. Adv. 8(5), 691–702 (2013).

8. Das, R. та ін. Вплив теплового стресу на здоров'я та продуктивність молочних тварин: огляд. вет. світ. 9, 260–268 (2016).

9. Чжан Ч.-Н. та ін. Вплив фруктоолігосахариду на імунну відповідь, антиоксидантну здатність і експресію HSP70 і HSP90 у тупомордого ляща (Megalobrama amblycephala Yih) при сильному тепловому стресі. Аквакультура 433, 458–466 (2014).

10. Домінгес М., Такемура А., Цучія М. та Накамура С. Вплив різних факторів навколишнього середовища на рівні циркулюючого імуноглобуліну в тиляпії Нілу, Oreochromis niloticus. Аквакультура 241, 491e500 (2004).

11. Galina, J., Yin, G., Ardo, L. & Jeney, Z. Використання імуностимулюючих трав у рибі: огляд досліджень. Fish Physiol, Biochem. 35, 669–676 (2009).

12. Vallejos-Vidal, E., Reyes-López, F., Teles, M. & MacKenzie, S. Відповідь FSH на імуностимулюючі дієти. Риба Молюски Імунол. 56, 34–69 (2016).

13. Lee, WH та ін. Куркумін та його похідні: їх застосування в нейрофармакології та нейронауці в 21 столітті. Curr. Нейрофармакол. 11, 338–378 (2013).

14. Ak, T. Антиоксидантні та радикальні властивості куркуміну. Chem. Biol. Взаємодіяти. 174, 27–37 (2008).

15. Aggarwal, BB & Harikumar, KB Потенційні терапевтичні ефекти куркуміну, протизапального засобу, проти нейродегенеративних, серцево-судинних, легеневих, метаболічних, аутоімунних і неопластичних захворювань. Міжн. J. Biochem. Cell Biol. 41, 40–59 (2009).

For more information:1950477648nn@gmail.com