Рецептор 1, активований протеазою, сприяє порушенню мікроциркуляції та пошкодженню канальців при нирковій ішемії та реперфузійному пошкодженні у мишей

Ю Гуань,¹Дайсуке Накано,²Лей Лі,³Хаофен Чжен,³Акіра Нісіяма,²Є Тянь,¹і Лей Чжан¹

щоб полегшити фактичну невдачу страва кустарника

1. Введення

Theнирканеможливо уникнути ішемічно-реперфузійного (ІР) ушкодження під час часткової нефректомії таниркатрансплантації [1], яка, як відомо, призводить до затримки продуктів метаболізму та призводить до гострогониркатравма (AKI) іAKI-хронічнийнирказахворювання (ГПН-ХХН) [2]. На сьогодні клінічно не існує специфічної медикаментозної терапії ГПН та ГПН-ХНН [3]. Кілька поширених патологічних змін виникають при ГПН, таких як порушення мікроциркуляції [4], включаючи застійні явища та крововиливи, і гострий тубулярний некроз [5]. Тому дослідження були зосереджені на цільових дослідженнях цих патологічних змін як потенційних терапевтичних кандидатів. Раніше ми продемонстрували, що збереження перитубулярних капілярів післянирковийІЧ-пошкодження зменшувало капілярний застій і полегшувало перехід ГПН у ХХН [6]. Гострий тубулярний некроз може бути важко лікувати; таким чином, регенерація канальців шляхом проліферації канальцевих клітин може бути важливим підходом для запобігання подальшій втраті функції нирок [7].

Рецептор, що активується протеазою-1 (PAR-1) належить до сімейства рецепторів, активованих протеазою (PAR), і, як відомо, він стимулюється тромбіном для індукції коагуляції тромбоцитів. Нещодавно ми показали, що PAR-1 сприяє розвитку гострого індукованого ушкодження клубочків [8]. Крім того, повідомлялося, що тромбін/PAR-1 відіграє роль у проліферації та апоптозі епітеліальних клітин. На основі цих характеристик ми припустили, що PAR-1 прискорює тяжкість ГПН шляхом регуляції перитубулярного капілярного згортання крові або канальцевої регенерації. У цьому дослідженні ми досліджували роль PAR-1 за допомогою Q-94, селективного негативного алостеричного модулятора PAR-1-, у мишінирковийІЧ-модель ушкодження та стимульовані тромбіном культивовані трубчасті клітини людини.

Контакти:joanna.jia@wecistanche.com

2. Матеріали та методи

2.1. Мишача інфрачервона модель гострої нирки.

Усі досліди на тваринах проводили відповідно до експериментальних рекомендацій Комітету з догляду та використання тварин Столичного медичного університету. TheниркаІЧ модель миші була створена, як описано раніше [8]. Коротко, 8-тижневим мишам-самцям C57/BL6 анестезували шляхом ін’єкції пентобарбіталу натрію (50 мг/кг; внутрішньовенно) і випадковим чином розділили на наступні групи: імітація, I/R плюс транспортний засіб та I/R (носій: фізіологічний розчин 10 мг/кг в/в) плюс групи Q94 (антагоніст PAR-1 10 мг/кг в/в) (n=7–8 у кожній групі). Для протоколу теплового інфрачервоного ушкодження нирок мишам проводили унінефректомію для оцінки пошкодження функції нирок; через тиждень ниркову ніжку перетискали неушкодженими судинними кліпсами на 30 хв. Після реперфузії протягом 48 годин мишей умертвляли; їх зразки ниркової тканини були зібрані та зафіксовані в 4% розчині параформальдегіду для приготування парафінових блоків. Плазма була отримана для вимірювання азоту сечовини крові (BUN) і креатиніну.

2.2. Матеріали.

Q94 був придбаний у Tocris Bioscience (Брістоль, Великобританія). Інші хімічні речовини були отримані від Sigma Aldrich (Сент-Луїс, Міссурі, США), якщо не зазначено інше.

2.3. Аналіз на креатинін і BUN.

Для вимірювання креатиніну використовували комерційні набори для аналізу (Creatinine Assay Kit ab65340; Abcam, Cambridge, UK). Набори для аналізу BUN були придбані в компанії ABSBio™ (набір АЗОТ СЕЧОВИНИ, CNHAO BIO, Пекін, Китай).

2.4. гістологія.

Перед заливкою в парафін ниркову тканину фіксували 4-процентним параформальдегідом. Парафінові блоки нирок розрізали на зрізи 2 мкм і встановлювали на предметні скла протягом ночі при 25°C. Після депарафінізації зрізи фарбували гематоксиліном і еозином (H&E). Зображення були отримані за допомогою мікроскопа (BX-51/DP-72; Olympus, Токіо, Японія). Як описано раніше [9], пошкодження ниркових канальців було діагностовано на основі кількох гістопатологічних змін, таких як розширення канальців, застій/крововилив, втрата щіткової облямівки, утворення зліпків канальців та лізис клітин із відшаруванням уламків у просвіті канальців. Пошкодження канальців оцінювали відповідно до відсотка пошкоджених канальців: 0, пошкоджень немає; 1,<25%; 2,="" 25–50%;="" 3,="" 51–75%;="" and="" 4,="">75 відсотків. Підрахунок очок проводився наосліп.

2.5. Імунофлуоресценція та імуногістохімія.

Зрізи готували, як описано для гістологічного аналізу (H&E), а потім інкубували з 0,3% перекисом водню протягом 30 хвилин для блокування ендогенних пероксидаз після депарафінізації ксилолом. Для отримання антигену зрізи інкубували з протеїназою K (DAKO Cytomation, Glostrup, Данія) протягом 10 хв. Після блокування 10% козячої сироватки зрізи інкубували з первинними антитілами протягом ночі при 4°C (анти-Kim 1 антитіло, ab47635, Abcam; анти Ki67 антитіло, ab15580, Abcam; анти-PAR-1 антитіло, ab32611 , Abcam). Після інкубації з первинним антитілом зрізи інкубували з вторинним антитілом при 25°C протягом 1 години. Субстрат DAB (DAKO) використовували для візуалізації результатів імуногістохімічного (IHC) фарбування. Сигнали флуоресценції були виявлені за допомогою вторинного антитіла, міченого Alexa Fluor 594-. Зображення були отримані за допомогою флуоресцентного мікроскопа FL (BX51; Olympus) з відповідним фільтром. Для аналізу позитивних областей використовували програмне забезпечення ImageJ (NIH, Bethesda, MD, USA).

2.6. ПЛР в реальному часі.

Для оцінки регуляції експресії мРНК за цих умов мРНК виділяли з тканини нирок. Для визначення рівнів 18S і PAR використовували систему ПЛР (7300 Fast Real-Time; Applied Biosystems, Фостер-Сіті, Каліфорнія, США) і набір Light Cycler Fast Start DNA Master SYBR Green I (Applied Biosystems)-1 мРНК. Послідовності праймерів були такими: 18S —5′ -GTAACCCGTTGAACCCCATT-3′, 5′-CCATCCAATCG GTAGTAGCG-3′; PAR-1—5′-GTTGATCGTTTCCACG GTCT-3′, 5′-GCTGCCTCTGTACCAGGACT-3′. Відносні рівні мРНК визначали методом 2−ΔΔCq. Значення ΔΔCq було розраховано з використанням даних контрольної групи.

2.7. Хірургічна процедура та налаштування багатофотонної візуалізації In Vivo.

Мишей анестезували 2% ізофлурану (Mylan, Осака, Японія). Після трахеотомії яремну вену канюлювали для ін’єкції флуоресцентного барвника та інфузії підтримуючої рідини, яка складалася з 1.0мкл/хв 2% альбуміну у фосфатно-сольовому буфері. Ліву нирку кожної миші виділяли через невеликий розріз на боці та прикріплювали до покривного скла. Під час усіх експериментальних процедур столик мікроскопа та тварин зігрівали за допомогою грілки. Прижиттєву багатофотонну мікроскопію проводили за допомогою багатофотонної системи конфокальної флуоресцентної візуалізації Olympus FV1000MPE, що працює від лазера Chameleon Ultra-II MP на 860 нм (Coherent, Inc., Санта-Клара, Каліфорнія, США). Об’єктивом мікроскопа була 25-кратна водоімерсійна лінза з числовою апертурою 1,05. Налаштування зображення для мікроскопа (посилення та зсув для всіх трьох каналів; синій, зелений і червоний) були фіксованими протягом експерименту. Після 30-хвилинного періоду відновлення було введено внутрішньовенно родамін B- 70kD декстран, і 3-D z-скопічні зображення були зроблені на глибині 5–50 мкм (2 мкм один від одного) від поверхні нирки.

2.8. Культура клітин.

Клітини людської нирки 2 (HK2) були отримані з Банку клітин Академії наук (Шанхай, Китай) і культивовані, як описано раніше [10]. Клітини культивували в модифікованому Дульбекко середовищі Ігла, доповненому 10 відсотками ембріональної бичачої сироватки та 1 відсотком пеніциліну-стрептоміцину у зволоженій атмосфері з 95 відсотками повітря та 5 відсотками CO2 при 37 градусах.

2.9. WST-1 аналізи для оцінки проліферації клітин.

Клітини HK2 висівали в 6-лункові планшети з щільністю 1×104 клітин/лунка. Після стимуляції клітин HK2 тромбіном проводили аналізи WST- 1 відповідно до протоколу виробника (№ за каталогом C0035; Beyotime, Шанхай, Китай) для визначення проліферативної здатності клітин. Після 2 годин інкубації з 100 мкл реагенту WST-1 у кожній лунці абсорбцію зразків вимірювали за допомогою пристрою для зчитування мікропланшетів при довжині хвилі 450 нм.

2.10. Аналіз каспази-3.

Активність каспази-3 вимірювали за допомогою комерційно доступного набору активності каспази-3 (каталожний номер C1116; Beyotime, Шанхай, Китай) [11]. Після інкубації з реагентом для набору активності каспази-3 абсорбцію зразків визначали за допомогою пристрою для зчитування мікропланшетів (Spectra-Max M2, Molecular Devices, Саннівейл, Каліфорнія, США) при 405 нм відповідно до інструкцій виробника.

2.11. Дані та статистичний аналіз.

Односторонній дисперсійний аналіз використовувався для порівняння кількох груп, а потім тест множинного порівняння Тьюкі. Для порівняння двох окремих груп ми використали t-критерій Стьюдента. Вважалося, що p < 0:05="" вказує="" на="" статистично="" значущі="">

Цистанка трубчастазапобігає захворюванням нирок

3. Результати

3.1. Експресія PAR-1 в інфрачервоній нирці.

Спочатку ми підтвердили експресію PAR-1 і вплив ІР на рівень її експресії внирка. Ми спостерігали майже 2-кратне збільшення рівня експресії мРНК PAR-1 порівняно з таким у фіктивних хірургічних мишей через 48 годин (рис. 1(a)). Ми також виміряли експресію PAR-1 за допомогою імунофлуоресценції через 48 годин після ІЧ. PAR-1 експресувався в мембрані трубчастої клітинної щітки. Рівень флуоресценції PAR-1 FL був підвищений порівняно з мишами у фіктивній групі (рис. 1(b) і 1(c)). Ці дані свідчать про те, що як локалізація PAR-1 у тубулярних клітинах, так і рівень його експресії посилювалися після ІР у нирках.

3.2. Функція нирок і гістопатологічні зміни. Ми оцінилиниркафункціонувати шляхом виявлення рівня BUN і креатиніну в плазмі. I/R індукував підвищення рівнів BUN і креатиніну порівняно з мишами, які піддалися фіктивній операції. Крім того, індуковане інфрачервоним випромінюванням підвищення рівня BUN було значно знижено у мишей, які отримували Q94- (рис. 2(a)). Рівень креатиніну в сироватці був пригнічений у мишей, які отримували Q94-, порівняно з мишами, які піддалися лише ІЧ-хірургії (рис. 2(b)). Ці дані свідчать про те, що введення Q94 може захиститиниркафункції після ІЧ травми.

Ми також оцінювали ниркові гістопатологічні зміни шляхом фарбування H&E. Ниркова інфрачервона інфрачервона реакція значно збільшила утворення зліпків, дилатацію канальців і втрату щіткової облямівки та застій/крововилив у мишей, які отримували носій, порівняно з удаваними мишами. Лікування Q94 помітно пригнічувало ці зміни, викликані ІЧ (рис. 2(c) і 3(a)). Аналіз результатів фарбування H&E між групами виявив оцінку гіперемії/крововиливу та оцінку пошкодження канальців для кожної групи. Миші групи Q94 показали набагато нижчий бал (рис. 2(e) і 3(c)). Ми також пофарбували Kim-1 як aниркамаркер ушкодження клітин ниркових канальців за ІГХ [12]. Kim-1-позитивні зони були збільшені в області ниркових канальців у мишей з інфрачервоним ураженням, які були значно пригнічені Q94 (рис. 2(d) і 2(f)). Ці дані свідчать про те, що Q94 може пригнічуватиниркапошкодження канальців, спричинене інфрачервоним ураженням.

3.3. Аномальний потік кров'яних клітин при візуалізації in vivo.

PAR-1 і його ліганд тромбін відіграють важливу роль у застійних явищах; Q94 значно покращив затори. Тому ми виконали прижиттєве зображення за допомогою багатофотонної мікроскопії. Це дозволяє спостерігати за клітинами крові в перитубулярному капілярі в режимі реального часу у живих мишей (рис. 3(c)). Плазму візуалізували за допомогою декстрану 70 кДа, кон’югованого з родаміном B (рис. 3(d)). Клітини крові, які не генерують флуоресценцію FL у відповідь на лазер, були використані для збудження родаміну B і зображені у вигляді тіней. Як показано на малюнку 3(e), ниркова ІР порушила регулярне відстеження клітин крові та спричинила недостатність мікроциркуляції. Q94 покращує перитубулярну капілярну кров'яну клітину.

3.4. Проліферація тубулярних клітин після пошкодження ІЧ.

Повідомлялося, що проліферативна регенерація тубулярних клітин відіграє важливу роль у відновленні тубулярної структури та функції нирок після ІР-ушкодження. Відомо, що PAR-1 змінює проліферацію епітеліальних клітин при активації тромбіном. Таким чином, ми виявили проліферацію клітин ниркових канальців у аналізі Ki-67 IHC. Через 48 годин після ІЧ кількість проліферуючих Ki-67-позитивних трубчастих клітин зросла. Q94 додатково збільшував кількість Ki-67-позитивних канальцевих клітин після ІЧ порівняно з мишами, які отримували лише ІЧ (рис. 4(a) і 4(b)). Крім того, ми перевірили, чи впливає на здатність клітинної проліферації інгібування PAR-1 в експериментах in vitro з використанням клітин HK2, інкубованих із тромбіном, агоністом PAR-1. Проліферативну активність клітин HK2 вимірювали за допомогою аналізу WST-1. Як показано на малюнку 4(c), проліферація клітин HK2 була різко пригнічена після обробки тромбіном. Однак це індуковане тромбіном інгібування було майже скасовано Q94. Ці дані вказують на те, що PAR-1 негативно регулював проліферацію клітин ниркових канальців, яка була майже скасована антагоністом Q94 PAR-1.

для полегшення хронічної хвороби нирок сцистанче

3.5. Апоптоз ниркових канальцевих клітин.

Ми далі досліджували апоптоз ниркових клітин за допомогою каспази -3, яка є найважливішою каспазою-палачем і активується як внутрішніми, так і зовнішніми шляхами під час апоптозу [13]. Використовуючи інкубовані з тромбіном культивовані клітини HK2, ми виявили, що тромбін підвищує активність каспази-3. Крім того, введення Q94 пригнічувало активність каспази-3 (рис. 4(d)). Ці дані свідчать про те, що індукований тромбіном апоптоз клітин HK2 пригнічувався антагоністом Q94 PAR-1.

4. Обговорення

ниркаТравма ІР характеризується застоєм/крововиливом, гострим тубулярним некрозом, запаленням і відкладенням гіпсу [5]. Тут ми показали, що інгібування PAR-1 покращує як зміни, пов’язані з кров’ю, так і тубулоінтерстиціальні зміни. Добре відомо, що PAR-1 та його ліганд, тромбін, відіграють важливу роль у коагуляції тромбоцитів, і втручання в цю систему, наприклад тромбомодулін [14, 15], може запобігати ГПН. Ми показали, що інгібування PAR- 1 пригнічує застійні явища та покращує кровотік у перитубулярних капілярах у мишей із пошкодженням ІР нирок, що свідчить про те, що система PAR-1 погіршує мікроциркуляцію. Крім того, рівень експресії PAR-1 підвищувався в канальцях після пошкодження ІР нирок, що вказує на те, що PAR-1-залежна система в канальцях також посилює пошкодження ІР нирок. Добре встановлено, що регенерація тубулярних клітин є важливим процесом у відновленні тубулярної структури та у відновленні функції нирок після ІР-ушкодження [16, 17]. Залежно від ступеня пошкодження, ця здатність до відновлення не є безмежною [18]. Тому терміново необхідні варіанти лікування для послаблення пошкодження тубулярних клітин або прискорення їх проліферації. Наше дослідження in vitro показало, що PAR- 1/тромбін негативно регулює проліферацію канальцевих клітин, яка, у свою чергу, прискорюється після інгібування PAR-1. Крім того, було показано, що IR-ушкодження у мишей збільшує проліферацію канальців через 48 годин із подальшим збільшенням після інгібування PAR-1. Ми виявили, що PAR-1 було збільшено в мембрані щіткової кайми проксимальних канальців. Оскільки повідомлялося, що функція бар’єру клубочкової фільтрації знижується під час пошкодження ІР нирок [19], відфільтрований тромбін із клубочків може активувати підвищений PAR- 1, тим самим порушуючи регенерацію канальців.

Наші результати показують, що система PAR-1/тромбін пригнічує проліферацію тубулярних клітин і посилює апоптоз. Однак інше дослідження показало протилежні ефекти PAR-1 при активації протеїном С [20, 21]. Ця очевидна конфліктна роль PAR-1 може залежати від методу його активації. У нашому дослідженні можливим поясненням його ролі було те, що PAR-1 активувався відфільтрованим тромбіном. Розмір протеїну С перевищує 60 кДа, що подібно до альбуміну [22, 23] і значно більше, ніж у тромбіну (36 кДа). Крім того, його концентрація в плазмі (<100 nm)="" is="" less="" than="" 10%="" of="" thrombin="" (="">1 мкМ), що вказує на те, що протеїн С піддається меншій фільтрації та виробляє слабший сигнал порівняно з тромбіном.

Тромботичні епізоди є фактором ризику для пацієнтів із термінальною стадією ниркової недостатності [24]. Дослідження показало, що дефіцит PAR-1 захищає від цукрового діабету ХХН [25]. У нашому дослідженні ми спостерігали вплив інгібування PAR-1 на функцію нирок на ранній фазі після ІР. У подальших дослідженнях ми маємо намір розвивати хронічнийниркаМодель ІЧ-індукованого захворювання [2] для оцінки потенційного зв’язку між PAR-1 і ХХН.

На завершення ми продемонстрували, що PAR-1 посилює недостатність мікроциркуляції та негативно регулює проліферацію тубулярних клітин. Навпаки, інгібування PAR-1 сприяло покращенню мікроциркуляції та проліферації тубулярних клітин і після ІР, слугуючи визначним механізмом відновлення нирок, і його слід розглядати як нову стратегію в лікуванні ГПН.

Cistanche tubulosa запобігає захворюванням нирок, натисніть тут, щоб отримати зразок

1 Відділення урології, Пекінська лікарня дружби, Столичний медичний університет, Пекін, Китай

2Кафедра фармакології, Університет Кагава, Кагава, Японія

3 Відділення трансплантації нирки, відділення хірургії, Третя афілійована лікарня Університету Сунь Ятсена,

Гуанчжоу, Китай

Листування слід адресувати Є Тянь; kidney@ccmu.edu.cn і Лей Чжан; leizhangkidney@gmail.com Одержано 1 січня 2021 р.; Переглянуто 25 січня 2021 р.; Прийнято 8 лютого 2021 р.; Опубліковано 23 лютого 2021 р

Академічний редактор: Джуньянь Лю

Авторське право © 2021 Yu Guan та ін. Це стаття у відкритому доступі, яка розповсюджується під назвоюЛіцензія Creative Commons Attribution, що дозволяє необмежене використання, розповсюдження та відтворення на будь-якому носії за умови належного цитування оригінального твору.

Під час трансплантації нирки та часткової нефректомії за допомогою робота важко уникнути ураження нирок, спричиненого ішемією та реперфузією (IR-). Пошкодження ІР нирок характеризується пошкодженням канальців, порушенням мікроциркуляції та запаленням, які координовано посилюють пошкодження нирок; однак для цих станів немає спеціального лікування. Рецептор, що активується протеазою-1 (PAR-1) і його ліганд, тромбін, беруть участь у коагуляції та, як було показано, пов’язані з пошкодженням епітеліальних клітин. Тут ми припустили, що PAR-1 посилює пошкодження канальцевих клітин нирок, викликане інфрачервоним випромінюванням, і порушення мікроциркуляції, і що фармакологічне інгібування PAR-1 Q94 може запобігти цим пошкодженням. Ниркова тепла інфрачервона інфрачервона реакція підвищувала експресію PAR-1 у ниркових канальцях. Q94 послаблював зміни, спричинені інфрачервоним випромінюванням нирок, і гістопатологічні пошкодження. Порушення мікроциркуляції аналізували за застійними явищами в гістопатологічному дослідженні, а кровотік, досліджений за допомогою прижиттєвої багатофотонної мікроскопії, пригнічувався лікуванням Q94. Q94 також різко збільшив проліферацію канальцевих клітин, незважаючи на менше пошкодження нирок. Тромбін пригнічував проліферацію клітин і індукував апоптоз у канальцях; цим ефектам запобігло лікування Q94. У сукупності PAR-1 був пов’язаний із ураженням ІР нирок. Інгібування PAR-1 полегшувало пошкодження, можливо, шляхом покращення ниркової мікроциркуляції та виживання/проліферації канальцевих клітин.

Data Aваілабаботy

Автори підтверджують, що дані, які підтверджують результати цього дослідження, доступні в статті.

Cнаflicts of Interest

Усі автори заявили, що не мають конкуруючих інтересів.

Autхоrs' Cнатрiбуtiнаs

Ю Гуань і Дайсуке Накано написали рукопис і провели експерименти на тваринах. Лей Лі проводив експерименти in vitro. Haofeng Zheng виконав статистичний аналіз. Акіра Нісіяма переглянув рукопис. Лей Чжан і Є Тянь розробили це дослідження.

Acкнowledgmenц

Це дослідження було підтримано Національним фондом природничих наук Китаю (№ 82000712) і Китайським науково-докторським фондом (№ 2020M670385).

Список літератури

[1] М. Н. Сіммонс, М. Дж. Шрайбер та І. С. Гілл, «Хірургічна ниркова ішемія: сучасний огляд», The Journal of Urology., vol. 180, вип. 1, стор. 19–30, 2008.

[2] Y. Guan, D. Nakano, Y. Zhang, L. Li, Y. Tian і A. Nishiyama, «Мишача модель ниркового фіброзу для подолання технічної мінливості ішемічної/реперфузійної травми серед операторів», Scientific Доповіді, вип. 9, № 1, стор. 10435, 2019. 7 BioMed Research International

[3] M. Joannidis і PGH Metnitz, «Епідеміологія та природна історія гострої ниркової недостатності у відділенні інтенсивної терапії», Critical Care Clinics, vol. 21, вип. 2, стор. 239–249, 2005.

[4] D. Nakano, K. Doi, H. Kitamura та ін., «Зменшення канальцевої швидкості кровотоку як механізм олігурії на ранній стадії ендотоксемії, виявлений за допомогою прижиттєвої візуалізації», Journal of the Ameri can Society of Nephrology. , вип. 26, вип. 12, стор. 3035–3044, 2015.

[5] D. Nakano та A. Nishiyama, "Мультифотонна візуалізація патофізіології нирок", Journal of Pharmacological Sciences, vol. 132, вип. 2016. – № 1. – С. 1–5.

[6] Y. Zhang, D. Nakano, Y. Guan та ін., «Інгібітор котранспортера 2 натрію-глюкози послаблює пошкодження ниркових капілярів і фіброз шляхом, залежним від фактора росту судинного ендотелію, після пошкодження нирок у мишей», Нирки Інтернаціонал, вип. 94, вип. 3, стор. 524–535, 2018.

[7] S. Nishioka, D. Nakano, K. Kitada та ін., «Інгібітор циклін-залежної кінази p21 необхідний для сприятливого впливу прекондиціонування ниркової ішемії на ниркову ішемію/реперфузійне пошкодження у мишей», Kidney International, т. 85, вип. 4, стор. 871–879, 2014.

[8] Y. Guan, D. Nakano, Y. Zhang та ін., «Антагоніст рецептора, що активується протеазою-1, захищає від пошкодження подоцитів у мишачій моделі нефропатії», Journal of Pharmacological Sciences, том. 135, вип. 2017. – С. 81–88.

[9] M. Jiang, Q. Wei, G. Dong, M. Komatsu, Y. Su та Z. Dong, "Аутофагія в проксимальних канальцях захищає від гострого ураження нирок", Kidney International, vol. 82, вип. 12, стор. 1271–1283, 2012.

[10] X. Hu, M. Su, J. Lin та ін., «Корін знижується при нирковій ішемії/реперфузійному пошкодженні та пов’язаний із затримкою функції трансплантата після трансплантації нирки», Disease Markers, vol. 2019 р., артикул 9429323, 8 стор., 2019 р.

[11] P. Wang, H. Wang, Q. Huang та ін., «Екзосоми поляризованих M1- макрофагів посилюють протипухлинну активність паклітакселу шляхом активації опосередкованого макрофагами запалення», Theranostics., vol. 9, № 6, стор. 1714–1727, 2019.

[12] L. Yang, CR Brooks, S. Xiao та ін., "KIM-1-опосередкований фагоцитоз зменшує гостре пошкодження нирок", The Journal of Clinical Investigation, vol. 125, вип. 4, стор. 1620–1636, 2015.

[13] L. Xu, X. Li, F. Zhang, L. Wu, Z. Dong і D. Zhang, «EGFR стимулює прогресування AKI до ХХН через надмірну експресію HIPK2», Theranostics., vol. 9, № 9, стор. 2712–2726, 2019.

[14] Т. Хіфумі, Д. Накано, Дж. Чіба та ін., «Комбінована терапія антитоксином газової гангрени та рекомбінантним людським розчинним тромбомодуліном для _Clostridium perfringens_ сепсису на моделі щурів, «Токсикон, вип. 141, стор. 112–117, 2018.

[15] N. Hayase, K. Doi, T. Hiruma та ін., "Рекомбінантний тромбомодулін запобігає гострому пошкодженню легенів, спричиненому нирковою ішемією-реперфузією", Scientific Reports, vol. 10, № 1, стор. 289, 2020 рік.

[16] E. Lazzeri, ML Angelotti, A. Paired та ін., «Гіпертрофія канальцевих клітин, пов’язана з ендоциклом, і проліферація клітин-попередників відновлюють функцію нирок після гострого ураження нирок», Nature Communications, том. 9, № 1, стор. 1344, 2018 рік.

[17] К. Такаорі, Дж. Накамура, С. Ямамото та ін., «Тяжкість і частота пошкодження проксимальних канальців визначає нирковий прогноз», Журнал Американського товариства нефрології: JASN, том. 27, вип. 8, стор. 2393–2406, 2016.

[18] BD Humphreys, MT Valerius, A. Kobayashi та ін., «Внутрішні епітеліальні клітини відновлюють нирку після пошкодження», Cell Stem Cell, vol. 2, № 3, стор. 284–291, 2008.

[19] R. Wakasaki, K. Matsushita, K. Golgotiu та ін., «Білки гломерулярного фільтрату при гострому кардіоренальному синдромі», JCI Insight, том. 4, № 4, 2019.

[20] M. Riewald, RJ Petrovan, A. Donner, BM Mueller і W. Ruf, "Активація рецептора 1, що активується протеазою ендотеліальних клітин шляхом протеїну С", Science, vol. 296, вип. 5574, стор. 1880–1882, 2002.

[21] MJ Ludeman, H. Kataoka, Y. Srinivasan, NL Esmon, CT Esmon, and SR Coughlin, "PAR1 cleavage and signaling in response to activated protein C and thrombin*", The Journal of Biological Chemistry, vol. 280, вип. 13, стор. 13122–13128,

2005.

[22] JH Griffin, BV Zlokovic і LO Mosnier, "Activated protein C: biased for translation", Blood, vol. 125, вип. 19, стор. 2898–2907, 2015.

[23] R. Essalmani, D. Susan-Resiga, J. Guillemot та ін., «Активація протеїну C тромбіном вимагає попередньої обробки пропротеїновою конвертазою печінки», The Journal of Biological Chemistry, vol. 292, вип. 25, стор. 10564–10573, 2017.

[24] S. Van Laecke і W. Van Biesen, "Сижка гіпертензія з нирковою тромботичною мікроангіопатією: що сталося зі звичайним підозрюваним?", Kidney International, vol. 91, вип. 6, стор. 1271–1274, 2017.

[25] M. Waasdorp, J. Duitman, S. Florquin і CA Spek, «Дефіцит активованого протеазою рецептора-1 захищає від стрептозотоцин-індукованої діабетичної нефропатії у мишей», Scientific Reports, vol. 6, № 1, стор. 33030, 2016 рік.