Білки мотиву лізину (LysM): взаємозв’язок маніпуляції імунітетом рослин і грибами

Анотація:

Білки з мотивом лізину (LysM) є білковими модулями, що зв’язують вуглеводи, які відіграють вирішальну роль у взаємодії хазяїн-патоген. Рослинні білки LysM здебільшого функціонують як рецептори розпізнавання образів (PRR), які відчувають хітин, щоб індукувати імунітет рослини. Навпаки, грибковий LysM блокує сприйняття хітину або передачу сигналів, щоб пригнічувати індукований хітином імунітет господаря. У цьому огляді ми надаємо історичні перспективи рослинних і грибкових LysM, щоб продемонструвати, як ці білки беруть участь у регуляції імунної відповіді рослин мікробами. Рослини використовують білки LysM для розпізнавання грибкових хітинів, які потім розкладаються рослинними хітиназами для індукції імунітету. Навпаки, грибкові патогени рекрутують білки LysM, щоб захистити свою клітинну стінку від гідролізу рослинною хітиназою, щоб запобігти активації індукованого хітином імунітету. Розкриття цієї коеволюційної гонки озброєнь, у якій LysM відіграє ключову роль у маніпулюванні, сприяє кращому розумінню механізмів, що регулюють взаємодію рослин і грибів.

Ключові слова:

білок мотиву лізину (LysM); рослинно-грибні взаємодії; хітин; маніпуляції з імунітетом.

Мотиви лізину (GRAS) — це клас консервативних білкових послідовностей, які існують у різноманітних організмах. Вони беруть участь у регуляції росту та розвитку та адаптації до стресу у рослин і грибів, а також зустрічаються у ссавців. Недавні дослідження показали, що білки GRAS також беруть участь у регулюванні імунних реакцій у рослин і ссавців, тим самим впливаючи на імунітет. У рослинах білки GRAS беруть участь у опосередкуванні захисних реакцій рослин на патогени. Наприклад, у Arabidopsis thaliana білки GRAS SHR і SCR беруть участь у стійкості коренів рослин до патогенів, і ці білки можуть індукувати апоптоз у коренях рослин і сприяти загибелі патогенних бактерій. Крім того, білки GRAS також підвищують стійкість рослин до патогенів, беручи участь у регуляції експресії генів у імунній активації рослин.

У ссавців, хоча існує кілька досліджень щодо імунної функції білків GRAS, деякі дослідження показали, що вони беруть участь в імунній регуляції. Наприклад, білок GRAS SPRY2 може пригнічувати проліферацію та активацію Т-клітин і збільшувати кількість регуляторних Т-клітин, тим самим регулюючи баланс імунної відповіді. З іншого боку, білок GRAS OSL1 також може брати участь у регулюванні імунної відповіді ссавців, і він може інгібувати активацію та проліферацію Т-клітин.

Отже, можна побачити, що білки GRAS беруть участь у регуляції імунних відповідей у ​​рослин і ссавців, тим самим впливаючи на імунітет. У майбутніх дослідженнях необхідно вивчити конкретну роль і механізм білків GRAS в імунній регуляції, щоб забезпечити теоретичну основу для розробки нових імуномодуляторів. Це свідчить про важливість імунітету, тому нам потрібно підвищити імунітет. Цистанхея здатна підвищити імунітет. М'ясна зола містить різноманітні біологічно активні компоненти, такі як полісахариди, два гриби Хуан Лі та ін. Стимулюють різні клітини імунної системи та підвищують їхню імунну активність.

Натисніть порошок екстракту цистанчи трубчастої

1. Введення

Будучи нерухомими, рослини стикаються з численними проблемами протягом свого життя, включно з хворобами. Рослини не мають циркулюючої імунної системи, як тварини, і не виробляють антитіл для боротьби з патогенами [1]. Таким чином, унікальні стратегії захисту від вторгнень патогенів були розроблені рослинами протягом їхньої еволюції. Рослини розвинули імунні рецептори як засіб для виявлення та подальшого стримування патогенів [2]. Імунні рецептори в рослинах можна розділити на два основні типи: рецептори розпізнавання образів (PRR) і нуклеотид-зв’язувальні рецептори, багаті лейцином (NLR) [3]. PRR використовувалися як основний захист від патогенів.

Загалом PRR локалізовані на клітинній мембрані та належать до сімейства рецепторних кіназ, які зазвичай включають позаклітинний лігандзв’язуючий домен, трансмембранний домен і внутрішньоклітинний домен кінази [4]. Позаклітинні домени PRR можуть специфічно розпізнавати молекулярно-асоційовані молекулярні патерни (MAMP), такі як бактеріальний ліпополісахарид (LPS), флагелін, EF-Tu (термонестабільний фактор подовження), пептидоглікани, грибковий хітин і -глюкани, а також ергостероли активують внутрішньоклітинних доменів кінази через трансмембранні домени, які, у свою чергу, посилюють імунні сигнали, що передаються нижче [5–7]. Щоб прорвати цей перший рівень бар’єрів імунної системи рослини, патогени виділяють невеликі молекули, які називаються ефекторами, у рослинні клітини. Ці ефектори порушують передачу сигналів мітоген-активованої протеїнкінази (MAPK) та її передачу вниз за течією, пригнічуючи трансляцію та активність PRR та їх комплексну передачу сигналів. Окрім цього, він також може впливати на імунітет рослин, перешкоджаючи декільком клітинним процесам, таким як виробництво АФК, транспорт везикул, відкладення калюсу та зміцнення клітинної стінки [5,7].

Домен LysM включає білки, які безпосередньо відіграють роль або в PRR, що регулюють імунітет у рослин, або як ефектори в патогенних грибах, які пригнічують імунітет рослин [8]. Домен LysM є загальним пептидогліканзв’язуючим модулем, який має вторинну структуру з двома спіралями, розташованими на одній стороні антипаралельного листа. Загалом модуль LysM містить близько 50 амінокислот і зв’язується з пептидогліканами, хітином та їх похідними [9]. Домен LysM спочатку був виявлений в антимікробному ферменті лізоцимі бактеріофага [8], і все більше досліджень виявили, що білки домену LysM широко поширені в еукаріотах і прокаріотах [10,11].

Будучи функціональним доменом, який допомагає уникнути імунітету хазяїна, функція білків домену LysM залежить від властивостей зв’язування домену LysM із полісахаридом хітину грибів, який є нерозчинним складним вуглеводом у клітинній стінці гриба, який зазвичай розщеплюється хітиназами рослин [ 12]. Клітинна стінка грибних патогенів є першою точкою контакту з рослиною-господарем, а основним компонентом клітинної стінки грибів є хітин [12]. Для рослин грибковий хітин діє як MAMP, який індукує імунітет рослин шляхом зв’язування з когнатними PRR у рослинах. Навпаки, щоб уникнути захисної реакції господаря, ефектори, що містять домен LysM, виділяються грибковими патогенами для захисту їх клітинних стінок. Хітин як важливий компонент клітинної стінки грибка діє як важлива молекула в маніпуляціях імунітетом господаря, опосередкованим білками LysM. Ця міжмолекулярна взаємодія підкреслює результати точно контрольованих процесів господар-патоген, які стали основою для підвищення стійкості культур до хвороб [13].

Таким чином, у цьому огляді ми надаємо комплексну оцінку біологічних характеристик білків LysM з рослин і грибів, механізмів, за допомогою яких відбувається маніпуляція імунітетом хазяїна, і їх взаємодіючих ролей між рослинами та грибами, щоб полегшити розуміння механізму LysM. -опосередкований імунітет і його значення для сільського господарства.

2. LysM опосередковує передачу сигналів хітину в рослинах

LysM існує у формі LysM-вмісних рецептороподібних кіназ (LYK) або некіназних LysM [14]. LYK присутні виключно в рослинах і беруть участь у регуляції імунітету рослин [14]. Рослинні білки LysM дуже різноманітні, мають принаймні шість різних типів, на відміну від некіназних типів, що свідчить про те, що білки LysM зустрічаються в ряді складних структурних доменів [14,15]. Однак біологічна функція не була приписана більшості некіназних генів LysM.

2.1. LysM у арабідопсису та рису

Розпізнавання асоційованих з патогенами молекулярних структур (PAMP) за допомогою PRR є першим кроком у захисті рослин, PAMP є консервативними молекулами еліситорів, такими як грибний хітин і хітоолігосахариди, бактеріальний пептидоглікан, а дозрівання та транспортування PRR є важливим біологічним процесом. Кіназа 1 еліситорного рецептора хітину (CERK1) є класичним членом LysM, який зустрічається в рисі та Arabidopsis [16,17]. Він функціонує як PRR на клітинних мембранах рослин, щоб розпізнавати деякі консервативні молекулярні структури, отримані від патогенних грибів, і індукувати імунну відповідь господаря (рис. 1). CERK1, який містить три домени LysM, відіграє ключову роль у сприйнятті індукторів олігосахаридів хітину та трансдукції N-ацетилглюкозаміну. Він демонструє вищу спорідненість до олігосахариду хітину з більш довгими залишками. Імунні відповіді, індуковані хітином грибкового MAMP, включають активацію MAPK, виробництво активних форм кисню (ROS) і експресію захисних генів [16,18–20].

Рецептор хітину рису OsCERK1 дозріває в ендоплазматичному ретикулумі, звідки він транспортується в ектоплазматичний ретикулум через апарат Гольджі. Під час цього процесу індукований стресом білок (Hop/Sti1) і білок теплового шоку 90 (Hsp90) можуть зібрати одну або кілька специфічних для рослин GTP-ази OsRac1 Rho-типу, члена сімейства Rho гуанозинтрифосфатаз (GTP-аз), які комплексуються в ендоплазматичний ретикулум, а подальший транспорт OsCERK1 з ендоплазматичного ретикулуму в ендоплазматичний ретикулум регулює дозрівання OsCERK1. Процес транспортування ґрунтується на регуляції малого білка, пов’язаного з секрецією GTPase, і білка 1, пов’язаного з ras (GTPase Sar1) [21].

Як невеликий регуляторний білок гуанінового нуклеотиду (G), OsRac1 бере участь у рецепторному комплексі, що містить OsCERK1-, який регулює імунітет після того, як грибковий хітин сприймається клітинами рису [21,22]. Член рецептороподібної цитоплазматичної кінази (RLCK), включаючи ймовірну серин/треонін-подібну протеїнкіназу 27 (PBL27), будучи нижчим компонентом CERK1, відіграє важливу роль у сприйнятті хітину та передачі сигналів нижче, що, зрештою, сприяє модуляції хітиніндукованого імунітету у Arabidopsis [23]. Після розпізнавання хітину CERK1 PBL27 фосфорилюється CERK1. Фосфорильований PBL27 згодом бере участь в активації MAPK [23]. Подібним чином, рецептороподібна цитоплазматична кіназа в рисі OsRLCK185 також може бути фосфорильована активованим хітином OsCERK1 і викликати відповіді MAPK [24,25]. OsRLCK185 також фосфорилює цитоплазматичний феритин OsDRE2a, рисові гомологи білка Dre2 дріжджів, щоб модулювати індукований хітином спалах ROS [26]. Інші члени RLCK VII, включаючи OsRLCK57, OsRLCK107, OsRLCK118 і OsRLCK176, також беруть участь у кількох сигнальних шляхах хітину [27–29].

Крім того, у арабідопсису також виявлено декілька інших нижчих компонентів, залучених до передачі сигналів, опосередкованої CERK1-. Рослинний білок U-box 4 (PUB4) — це убіквітинлігаза, яка взаємодіє з CERK1. Він є позитивним регулятором передачі сигналів хітину через його роль у виробництві АФК і відкладенні калози при сприйнятті олігосахариду хітину [30]. Члени рецептороподібної цитоплазматичної кінази VII арабідопсису, включаючи RLCK VII-4, RLCK VII-5, RLCK VII-7 і RLCK VII-8, функціонують нижче за PRR, що беруть участь у флагелліні та передача сигналів хітину сприяють відкладенню мозолі та генерації АФК. Зокрема, було показано, що RLCK VII-4 є важливим для передачі сигналів хітину через його роль в активації каскаду MAPK при сприйнятті хітину, таким чином з’єднуючи PRR з передачею сигналів MAPK [31]. У сукупності ці результати вказують на те, що сигнальний модуль CERK1–RLCK відіграє збережену роль у виробництві АФК у арабідопсису та рису під час імунної відповіді, викликаної хітином [21–31].

Цікаво, що було показано, що рецептор хітину CERK1 зв’язується безпосередньо з хітином, причому для зв’язування хітину необхідні всі три позаклітинні домени LysM, але, що більш важливо, без будь-яких інших взаємодіючих білків, таким чином надаючи докази того, що CERK1 є основним хітинзв’язуючим білком у рослинах [ 32]. Консервований парамембранний домен юкстамембрани (JM) регулює активність кінази CERK1 у Arabidopsis. Крім того, парамембранний домен JM також відіграє функціонально збережену роль в активації хітин-чутливого сигналу в Arabidopsis [33]. Нарешті, димеризація індукованого хітином CERK1 є ключовим біологічним процесом, необхідним для передачі імунного сигналу, індукованого хітином [34]. Наприклад, індукована лігандом гомодимеризація CERK1 необхідна для молекулярних моделей сприйняття ліганду, активації рецепторів і передачі імунних сигналів [34,35].

Фосфорилювання білка також є ключовим регуляторним кроком у передачі сигналів рослинного LysM [23]. По-перше, оскільки CERK1 є основним білком, що зв’язує хітин, який безпосередньо бере участь у зв’язуванні хітину за допомогою LysM, його сприйняття та передача сигналу хітину залежать від посттрансляційних модифікацій і активності кінази [32]. Відомо, що CERK1 фосфорилює рецептороподібні цитоплазматичні кінази PBL27 у A. thaliana [23,36]. Подібним чином у рисі фактор обміну гуанінових нуклеотидів для OsRac1 OsRacGEF1 фосфорилюється цитоплазматичною кіназою OsCERK1 [22]. CERK1 також взаємодіє з LYK5, щоб відчути хітиновий олігосахарид і активувати нижчі компоненти хітинового сигнального каскаду; згодом LYK5 відділяється від CERK1, щоб увійти в везикули та піддається ендоцитозу шляхом фосфорилювання за допомогою CERK1 [37]. Після визначення хітину CERK1 рекрутує CERK1-протеїн-фосфатазу 1 (CIPP1), передбачувану фосфатазу Ser/Thr, для дефосфорилювання Tyr428 і послаблення передачі сигналу CERK1 [38].

Інші RLK і RLP, що містять домен LysM, також існують у рисі та Arabidopsis і беруть участь у передачі сигналів хітину. Наприклад, білки, що зв’язують екситон хітину (CEBiPs), були першими виявленими LysM RLP рослин у рисі [39]. Аналіз молекулярної структури домену розпізнавання хітину OsCEBiP показав, що кристалічні структури вільного ектодомену (ED) OsCEBiP (OsCEBiP-ECD) містять три тандемні LysM, за якими йде нова структурна складка багатих на цистеїн доменів [40]. Структурний аналіз також показав, що зв’язування хітину не може істотно вплинути на конформацію OsCEBiP, але хітин у «ковзному режимі» викликає агрегацію OsCEBiP, яка відіграє ключову роль у сприйнятті та трансдукції кількох індукторів хітину в клітинах рису [39–41].

Крім того, OsLYP4 і OsLYP6, як LysM-RLP, також виявляють спорідненість до хітину, можливо, як малі рецептори хітину [42], обидва з яких можуть утворювати гомо- та гетеродимери та взаємодіяти з CEBiP для участі в передачі сигналу пептидоглікану (PGN) і хітину [42,43]. OsCERK1 також можна використовувати як зв’язок для зв’язування з OsLYP4 і OsLYP6 [44]. У той час як гомолог OsCEBiP у Arabidopsis, глікозилфосфатидилінозитол-до-закріпленого білка2 (LYM2), що містить домен лізину, демонструє подібність до CEBiP рису, він не бере участі в передачі сигналів, незважаючи на високу спорідненість зв’язування з олігосахаридом р-хітину [44]. LYM2 опосередковує зменшення молекулярного потоку через плазмодесми в присутності олігосахариду хітину, щоб індукувати захисні реакції проти грибкового патогену Botrytis halal, але LYM2 не потрібен для CERK1-опосередкованих хітином захисних реакцій, що вказує на наявність принаймні два незалежних шляхи відповіді, що активуються хітином, у Arabidopsis [44].

Крім того, було знайдено кілька інших гомологів CEBiP у Arabidopsis, які беруть участь у регуляції передачі сигналу хітину та імунітету рослин, зокрема LysM RLK1-взаємодіюча кіназа 1 (LIK1), LysM рецепторна кіназа 3 (LYK3), LysM рецепторної кінази 4 (LYK4) і рецепторної кінази 5 LysM (LYK5) [37,44–47]. Кілька олігомерів хітину можуть індукувати гетеродимеризацію AtLYK5 і гомодимеризацію AtCERK1, але гетеродимер AtLYK5–AtCERK1, індукований хітином, сильніший за гомодимер AtCERK1, оскільки лише AtCERK1 містить кіназний домен, який також, як було показано, відповідає за ініціацію внутрішньоклітинної передачі сигналів хітину [ 48].

Негативні регуляторні фактори також відіграють ключову роль у експресії основних і ранніх патоген-індукованих захисних генів і захисту росту рослин від стійкого хітину-індукованого імунного пошкодження [36]. Наприклад, AtLYK3 і LIK1 негативно регулюють індукований хітином захист рослин і діють як компоненти комплексу цитоплазматичної кінази PBL27. Рослинний білок U-box 12 (PUB12) негативно регулює індукований хітином імунітет [36,45,47]. Активований хітином AtCERK1 дефосфорилює свій залишок тирозину 428 шляхом рекрутування CIPP1, який можна використовувати як механізм негативного зворотного зв’язку для блокування трансдукції сигналу хітину [38]. Однак досі невідомо, як рослини врівноважують ці позитивні та негативні сигнальні режими, чи покладаються вони на інші сигнальні молекули.

Нарешті, імунна відповідь є складною та точною мережею, яка включає численні перехресні передачі сигналу під час взаємодії рослини з патогеном, і LysM не є винятком [46]. AtLYK3 бере участь у опосередкованому гормоном абсцизової кислоти (ABA) негативному взаємозв’язку з імунними реакціями рослин [46]. LIK1 позитивно регулює передачу сигналів жасмонової кислоти/етилену (JA/ET) і негативно регулює захисні реакції рослин, викликані хітином [47]. Домен LysM EMBRYO SAC 1 (OsEMSA1A) відповідає за розвиток і функціонування бластоцист ембріона [49]. CERK1 необхідний у відповідь як на симбіоз арбускулярної мікоризи (AM), так і на сольовий стрес рослин [50–53]. Ці результати свідчать про те, що CERK1, крім участі в імунних відповідях як RLK, також виконує дві або більше механічно незалежних функцій. Наприклад, CERK1 може відігравати роль у контролі загибелі клітин незалежно від хітину і не залежить від його кіназної активності [54].

Олігосахарид хітину -1,4-N-ацетилглюкозамінові олігомери (GlcNAc), які служать єдиною глікозидною структурою клітинної стінки грибів, також функціонують як MAMP у рослинах, але нерозгалужені -1,{ {4}}глюкан олігосахаридів поліфілії огірка також може спричиняти опосередкований рецептором CERK1 імунітет, викликаний PAMP (PTI) у Arabidopsis [55]. Arabidopsis CERK1 опосередковує імунітет рослин у відповідь на резистентність нехазяїна до Fusarium oxysporum [56]. Нещодавно було припущено, що OsCERK1 відіграє додаткову роль у викликанні імунної відповіді рису, індукованої бактеріальним ліпополісахаридом (LPS) [54]. Мутантні алелі Arabidopsis cerk1–4 не змогли накопичувати гідролізати позаклітинного білка, що призвело до підвищення чутливості або індукції старіння [54]. Оскільки cerk1–4, рослини демонстрували нормальні реакції на хітин, загибель клітин не була пов’язана з кіназною активністю AtCERK1 [54]. Також повідомлялося про роль AtCERK1 у стійкості до солі у Arabidopsis, AtCERK1 взаємодіє з білком кальцієвого каналу ANNEXIN 1 (ANN1), який відповідає за індукований сіллю потік кальцію всередину [50].

2.2. LysM в інших рослинах

Гомологи CERK1 також виконують важливі біологічні функції в інших рослинах, особливо в маніпуляціях з імунітетом [57–59]. Білки, що містять LysM, також функціонально диференціюються в різноманітних клітинних процесах. LysM-вмісний білок 1 у шовковиці (MmLYP1), гомолог CEBiP, має інгібуючу дію на нерозчинний хітин і покладається на LysM-вмісні білки 2 (MmLYK2, гомолог CERK1) під час інфекцій аскоміцетами [60]. У бавовнику дві рецептороподібні кінази LysM, Gh-LYK1 і Gh-LYK2, мають певний вплив на стійкість бавовнику до вертицильозного в’янення. Усі три домени LysM Gh-LYK1 та Gh-LYK2 необхідні для їх здатності зв’язувати хітин, а індуковане вірусом приглушення генів (VIGS) Gh-LYK1 та Gh-LYK2 у рослинах бавовнику знижує стійкість до Verticillium dahliae.

Однак Gh-LYK2 і Gh-LYK1 можуть по-різному сприяти захисту бавовни. Gh-LYK2, але не Gh-LYK1, є псевдокіназою, і ED Gh-LYK2 може викликати спалах АФК у рослин [58]. GhWAK7A у бавовні безпосередньо взаємодіє з GhLYK5 і GhCERK1 і сприяє індукованій хітином димеризації GhLYK5–GhCERK1, яка відіграє важливу роль у відповіді, спричиненій хітином [61]. Крім того, рецептороподібний білок 1 типу LysM (LYP1), рецептороподібна кіназа 7 (LYK7), що містить LysM, і позаклітинний білок LysM 3 (LysMe3) є мембранними рецепторами, які розпізнають сигнали хітину, які можуть активувати захисні процеси, що знаходяться нижче, і підвищувати резистентність до V. dahliae [62]. На відміну від рисового OsCERK1, білки LysM у томатах демонструють значні функціональні розбіжності [63]: у томатах SlLYK10 і SlLYK12 беруть участь у регуляції симбіозу АМ, SlLYK1 бере участь у індукованій хітином імунній відповіді, а SlLYK13 бере участь у загибелі клітин [57]. ,64]. Гомолог AtCERK1 з яблука, MdCERK1, покращує стійкість до Alternaria alternata [59]. Хітиназа-A Pteris ryukyuensis (PrChiA) має хітинзв’язувальну та протигрибкову активність [65], тоді як хітиназа-A Equisetum arvense (EaChiA) не має [66]. Основною структурною відмінністю між PrChiA та EaChiA є кількість доменів LysM [66], але немає даних, які б припускали, що це пов’язано з відмінностями у протигрибковій активності. Крім того, присутність білків LysM в яблуках, винограді, картоплі та яблунях також виявлено та доведено, що вони беруть участь у індукованих хітином імунних реакціях [59,67–69]. Білки LysM у гороху, петунії та люцерни беруть участь у симбіозі АМ рослин [70–73].

3. LysM пригнічує передачу сигналів хітину в грибах

Багато грибкових патогенів кодують екзосомальні ефектори, що містять той самий домен LysM, що й хітинові рецептори рослин. Більшість грибкових патогенів пригнічують спричинений хітином імунітет рослин шляхом блокування сприйняття чи передачі сигналів хітину [74–79]. Ecp6 у Cladosporium flavum, першому відкритому ефекторі домену LysM, хелатує хітин під час інфекції [74]. Олігосахариди хітину, що вивільняються з клітинної стінки проникаючого міцелію шляхом лізису клітин або деградуються рослинними хітиназами, зв’язуються з олігомерами хітину, щоб запобігти сприйняттю рослин, блокуючи імунітет рослин, викликаний хітином [74,75]. Згодом було виявлено партію грибкових ефекторів LysM, які беруть участь у інгібуванні імунітету рослин.

Позаклітинні структурні білки LysM Colletotrichum higginsianum ChELP1 і ChELP2 аскоміцетного гриба, що викликає антракноз у рослин, відіграють подвійну роль у прикріпленні, функціонуванні клітин та імуносупресії рослин, викликаній хітином. ChELP1 і ChELP2 відіграють важливу роль у підтримці вірулентності грибів і їх здатності проникати в клітини епідермісу Arabidopsis і целофанові мембрани [79]. Металопротеаза фунгалізину в грибі антракнозу кукурудзи Colletotrichum graminicola (Cgfl) містить не тільки два домени LysM, але також металопротеїнази цинку збереженого домену каталітичного сайту HEXXH і широко зберігається в грибах. Під час зараження кукурудзи Cgfl специфічно експресується під час біотрофної фази, і було показано, що гриб використовує як опосередковані Cgfl, так і опосередковані білком LysM стратегії для контролю сигналів хітину шляхом пригнічення хітиназної активності хазяїна [80]. Подібним чином, рисовий грибок Magnaporthe oryzae покладається не лише на білок LysM SLP1, але й на гомолог MoAa91 сімейства 9 білка (Aa9) допоміжної активності (M. oryzae), який необхідний для розпізнавання поверхні, а також для придушення індукованого хітином імунні реакції рослин. MoAa91 регулюється передачею сигналів G-білка (RGS) і RGS-подібними білками, які необхідні для розвитку аппресоріуму, а також піддається негативній регуляції фактором транскрипції MoMsn2. Мутант MoAa91 утворив незрілі адгезивні клітини на штучно індукованій поверхні розділу, а мутанти з делецією гена значно знизили патогенність.

Подальші дослідження показали, що MoAa91 секретується в екзосомальний простір, де він зв’язується з хітином і хітиновими олігосахаридами, конкуруючи з імунним рецептором рису CEBiP, що призводить до інгібування індукованих хітином імунних реакцій рослин [81]. Білок ZtGT2 із збудника пшениці Zymoseptoria tritici виконує функцію підтримки зовнішньої поверхні клітинної стінки гриба, допомагаючи розширювати гіфи на твердих поверхнях. Він широко поширений у грибах, і його втрата призвела до втрати вірулентності патогена на поверхні хазяїна через порушення розширення гіф. Мутація в ортологу ZtGT2 у патогенному грибі Fusarium graminearum призвела до конститутивної посиленої експресії кількох трансмембранних і секретованих білків, включаючи важливий домен LysM Zt3LysM, ефектор вірулентності домену LysM, що зв’язує хітин. Хоча адгезія до поверхонь листя не змінювалася у споріднених мутантів F. graminearum, серйозне порушення росту гіф у мутантів призвело до подібної втрати патогенності в цьому таксономічно неспорідненому грибі на колосках пшениці [82].

Mycosphaerella graminicola, що викликає плямистість пшениці Septoria tritici, містить ефектори Mg1LysM і Mg3LysM, які є гомологами позаклітинного протеїну 6 ефекторного білка (Ecp6) від біотрофного грибкового збудника листкової плісняви ​​Cladosporium fulvum. Попередня робота показала, що ці грибкові ефектори можуть зв’язувати хітин, таким чином, у свою чергу, захищати грибні гіфи від хітиназ рослинного походження, ймовірно, допомагаючи патогену уникнути імунної відповіді хазяїна, активованої через рецептори хітину CERK1 і CEBiP [76,77]. Структурний білок LysM Magnaporthe grisea, який секретує ефекторний білок, секретований білок LysM 1 (SLP1) і ефектор LysM Rhizoctonia solani (RsLysM), пригнічують викликаний хітином імунітет шляхом зв’язування хітину, але вони не можуть захистити гіфи від гідролізу [76,77, 83]. Дослідження 18 передбачуваних білків LysM у Penicillium spp. виявили, що рівні експресії PeLysM1, PeLysM2, PeLysM3 і PeLysM4 були значно підвищені під час інфікування патогеном, але не впливали на вірулентність грибів. Також було доведено, що PeLysM3 регулює проростання спор і швидкість росту [84].

Однак грибкові LysM не завжди беруть участь лише в маніпулюванні імунітетом рослин, що призводить до шкідливого впливу на господаря. Секретований ефектор LysM, ідентифікований з модельного виду грибів арбускулярної мікоризи (AM) Rhizophagus irregularis (RiSLM), є одним із найбільш експресованих ефекторних білків у внутрішньорадикальному міцелії під час симбіозу з господарем Medicago truncatula. Експерименти зі зв’язування in vitro показали, що RiSLM зв’язується з хітиновими олігосахаридами для захисту клітинних стінок грибів від хітинази. Крім того, RiSLM може ефективно перешкоджати імунній відповіді, викликаній хітином, щоб підірвати викликаний хітином імунітет під час симбіозу, що вказує на загальну роль ефекторів LysM як у симбіотичних, так і в патогенних грибах на певному етапі еволюції [85, {{2} }]. Подібним чином, корисний гриб Trichoderma viride використовує ефектори, такі як Tal6, які секвеструють олігомери GlcNAc, тим самим перешкоджаючи сприйняттю N-ацетилглюкозаміну, отриманого грибами, системою спостереження рослин, що призводить до захисту гіф грибів від хітиназ господаря [87].

N-глікозилювання як посттранскрипційна модифікація є типовим механізмом для ефекторів, які широко використовуються грибковими патогенами для модуляції їх здатності уникати імунітету господаря [88]. Alg3-опосередковане N-глікозилювання Slp1 необхідне для його білкової стабільності та спорідненості з хітином. N-глікозилювання за допомогою Slp1 необхідне, щоб уникнути вродженого імунітету господаря [88]. ChELP1 і ChELP2 також N-глікозильовані [79]. Ці дослідження показують, що N-глікозилювання має важливе значення і є звичайною модифікацією ефекторів LysM грибів для досягнення надвисокої афінності до хітину [88]. Масштабна ідентифікація та порівняння білків N-глікозилювання на різних стадіях біологічного розвитку патогенного гриба Magnaporthe oryzae показали, що ідентифіковано 559 сайтів N-глікозилювання 355 білків; більшість із них бере участь у різних процесах біологічного розвитку, таких як міцелій, конідії, прикріплення та диференціація клітин [89].

4. LysM блокує маніпуляції імунними реакціями між рослинами та патогенами

Сучасний погляд на викликані захисні реакції у взаємодії рослин і патогенів добре відображено в так званій зигзагоподібній моделі. У цій моделі перший індукований захист активується PRR, а PRR є рецепторами клітинної поверхні, які розпізнають MAMP [90]. Ця захисна відповідь включає локальне зміцнення клітинної стінки, виробництво активних форм кисню, а також виробництво та вивільнення антимікробних сполук, які разом запобігають більшості мікробних інвазій [1,3,7,90]. Коли патогени успішно долають захист хазяїна за допомогою секретованих ефекторів, встановлюється сприйнятливість, викликана ефектором, яка є ключовим елементом зигзагоподібної моделі [1]. Білки LysM, важливі члени, які присутні як у рослинах, так і в грибах, повинні відігравати важливу роль для взаємозв’язку модуляції імунітету між рослинами та патогенами.

Під час взаємодії грибів і рослин, коли гриби проривають перший бар’єр рослини та зачіпають поверхню хазяїна, рослинні білки LysM працюють як PRR для розпізнавання хітину та індукції імунітету. Рослина використовує секреторну хітиназу для гідролізу клітинної стінки гриба з вивільненням вільного олігохітину. Згодом захисні сигнали передаються нижньою цитоплазматичною кіназою LysM, запускаючи імунну відповідь рослини для придушення проліферації грибів. І навпаки, гриби виділяють білки LysM для придушення індукованого хітином імунітету. Мікробні білки LysM захищають клітинну стінку грибів від гідролізу, зв’язуючись із зовнішньою поверхнею або конкуруючи з рослинними рецепторами LysM, щоб зв’язати фрагменти хітину та, зрештою, подолати імунітет рослин, щоб сприяти грибковій інфекції.

Таким чином, білки LysM взаємопов'язують маніпуляції імунітетом між рослинами та патогенами. Це було добре продемонстровано у Verticillium spp. У бавовнику кілька білків LysM певним чином впливають на стійкість бавовнику до вертицильозного в’янення, включаючи Gh-LYK1, Gh-LYK2 і GhLYK5 [58], завдяки своїй здатності зв’язувати хітин. У V. dahliae ефект LysM Vd2 сприяє вірулентності патогена та зв’язує хітин для придушення індукованих хітином імунних відповідей, тим самим захищаючи гіфи грибів від гідролізу гідролітичними ферментами рослини [91]. Патогени не лише використовують ефектори LysM для блокування імунітету рослин, взаємодіючи з полімером хітину для захисту міцелію, оскільки Verticillium alfalfa також виділяє хітинзв’язуючий білок Verticillium nonalfalfae (VnaChtBP), що містить домен зв’язуючого вуглеводи 18 (CBM18), який взаємодіє з полімер хітин [92]. Крім того, нещодавнє дослідження V. dahliae виявило, що видалення гена полісахаридної деацетилази (VdPDA1) серйозно вплинуло на патогенність V. dahliae [93]. VdPDA1 має сильну деацетилазну активність олігомеру хітину щодо розчинних олігосахаридів хітину в лужному середовищі. Подальші дослідження показали, що деацетильовані хітинові олігосахариди перешкоджають розпізнаванню рецепторів LysM, що призводить до блокування передачі імунних сигналів хітину у внутрішньоклітинних клітинах, що пригнічує імунну відповідь хазяїна під час хазяїна-V. взаємодія жоржин [93]. Таким чином, патогенні гриби можуть блокувати передачу сигналів хітину шляхом (1) секреції ефекторів позаклітинного тіла з високою спорідненістю до олігомерів хітину, (2) секреції ефекторів, які конкурують з хітином за зв’язування з рецепторними кіназами LysM рослин, (3) деацетилювання хітину, щоб уникнути імунної відповіді

5. Висновки та перспективи майбутніх досліджень

Коеволюційна гонка озброєнь між грибами та рослинами призводить до захисної реакції рослин на грибковий хітин через маніпуляції імунітетом між рослинами та патогенами. Успішні гриби виробили ефекторні білки LysM, які перешкоджають опосередкованій LysM імунній відповіді рослин, що зрештою призводить до сприйнятливості рослин. У свою чергу, рослини розвинули рецептори LysM для стимуляції захисних реакцій. Коли гриби еволюціонують, щоб виробляти нові ефектори LysM або втручатися в імунітет хазяїна іншими способами, вважається, що рослини також реагуватимуть новими рецепторами LysM для підтримки імунітету рослин.

Далекі від розуміння білків LysM у рослинах і грибах, пріоритетні питання для стимулювання досліджень у найближчому майбутньому включають наступне: (1) поточне розуміння грибкових ефекторів LysM та їх інгібуючих механізмів у передачі сигналів хітину рослин потребує подальшого розвитку, включаючи нові роль інших грибкових ефекторів, залучених у взаємозв’язок модуляції імунітету як хазяїном, так і патогеном, або відкриття невідомих рослинних рецепторів LysM тощо; (2) ідентифікація різних/загальних характеристик білків LysM рослин і грибів та їх еволюційних зв’язків (це сприяло б розумінню коеволюції того, як LysM взаємозв’язує маніпуляції імунітетом між рослинами та патогенами); (3) за винятком функції маніпулювання імунітетом під час взаємодії рослин і грибів, які інші функції білків LysM, особливо в грибах (крім членів, залучених до маніпулювання імунітетом, біологічні функції деяких інших членів білків LysM все ще є незрозуміло); і (4) грибкові білки LysM діють як ефектори для захисту клітинної стінки від гідролізу рослинними хітиназами та маніпулюють імунітетом під час взаємодії рослин і грибів. Однак роль білків LysM у симбіозі АМ також потребує подальшого дослідження, щоб полегшити використання корисних мікробів для здоров’я рослин і досягти стійкої продовольчої безпеки.

Авторські внески:

X.-YY та X.-FD задумали тему статті. S.-PH написав оригінальний проект. J.-JL, J.-PL і WJ брали участь у підготовці та рецензуванні рукопису. ND і J.-YC надали допомогу в редагуванні. Усі автори прочитали та погодилися з опублікованою версією рукопису.

Фінансування:

Ця робота була підтримана грантами від Національної ключової програми досліджень і розвитку Китаю (2018YFE0112500), Програми Elite Youth (Китайської академії сільськогосподарських наук, CAAS) для J.-YC, гранту Програми сільськогосподарських наукових і технологічних інновацій для X. -FD та грант Національного фонду природничих наук Китаю (32001845) WJ

Заява інституційної ревізійної ради:

Не застосовується.

Заява про інформовану згоду:

Не застосовується.

Заява про доступність даних:

Не застосовується.

Подяки:

Ми заздалегідь приносимо свої вибачення всім дослідникам, чиї дослідження не можуть бути належним чином процитовані через обмежений простір. Ми висловлюємо особливу подяку Крішні В. Суббарао (Каліфорнійський університет, Девіс) за корисні пропозиції.

Конфлікт інтересів:

Автори заявляють про відсутність конфлікту інтересів.

Список літератури

1. Zipfel, C. Рецептори розпізнавання образів рослин. Trends Immunol. 2014, 35, 345–351. [CrossRef]

2. Нюрнбергер, Т.; Кеммерлінг, Б. Рецепторні протеїнкінази–рецептори розпізнавання шаблонів в імунітеті рослин. Trends Plant Sci. 2006, 11, 519–522. [CrossRef]

3. Лу, Ю.; Цуда, К. Тісна асоціація PRR- і NLR-опосередкованої сигналізації в імунітеті рослин. мол. Взаємодія рослинних мікробів. 2021, 34, 3–14. [CrossRef]

4. Лі, Б.; Лу, Д.; Шан, Л. Убіквітування рецепторів розпізнавання образів у вродженому імунітеті рослин. мол. Рослина Pathol. 2014, 15, 737–746. [CrossRef]

5. Чізхолм, ST; Коукер, Г.; День, Б.; Staskawicz, BJ Взаємодія господар-мікроб: Формування еволюції імунної відповіді рослин. Cell 2006, 124, 803–814. [CrossRef] [PubMed]

6. Ю. X.; Фенг, Б.; Він, П.; Шан, Л. Від хаосу до гармонії: реакції та сигналізація при розпізнаванні мікробного шаблону. Annu. Преподобний Фітопатол. 2017, 55, 109–137. [CrossRef] [PubMed]

7. Ньюман, М.А.; Санделін, Т.; Нільсен, Дж. Т.; Ербс, Г. MAMP (молекулярний шаблон, пов’язаний з мікробами) викликав імунітет у рослин. Фронт. Plant Sci. 2013, 4, 139. [CrossRef] [PubMed]

8. Кюї, Х.; Цуда, К.; Паркер, Дж. Ефекторний імунітет: від сприйняття патогенів до надійного захисту. Annu. Rev. Plant Biol. 2015, 66, 487–511. [CrossRef]

9. Дюбі, М.; Vélëz, H.; Броберг, М.; Дженсен Д.Ф.; Карлссон, М. Clonostachys rosea LysM білки регулюють розвиток грибів і сприяють захисту гіф і ознакам біоконтролю. Фронт. мікробіол. 2020, 11, 679. [CrossRef] [PubMed]

10. Буїст, Г.; Стін, А.; Кок, Дж.; Kuipers, OP LysM, широко поширений білковий мотив для зв’язування з (пептид)гліканами. мол. мікробіол. 2008, 68, 838–847. [CrossRef]

11. Dworkin, J. Виявлення грибкових і бактеріальних вуглеводів: Чи подібні структури хітину і пептидоглікану відіграють роль в імунній дисфункції? PLoS Pathog. 2018, 14, e1007271. [CrossRef] [PubMed]

12. Ой, В.; Вуонг, Т.; Харді, Р.; Рейдлер, Дж.; Дангл, Дж.; Герценберг, Л.; Stryer, L. Нуклеотидна послідовність генів 14 і 15 фага phi 29 Bacillus: гомологія гена 15 з іншими лізоцимами фага. Nucleic Acids Res. 1986, 14, 10001–10008.

13. Де Віт, П. Дж.; Мехрабі, Р.; Ван ден Бург, HA; Стергіопулос, І. Ефекторні білки грибів: минуле, сьогодення та майбутнє. мол. Рослина Pathol. 2009, 10, 735–747. [CrossRef] [PubMed]

14. Чжан, XC; Кеннон, С.Б.; Стейсі, Г. Еволюційна геноміка генів LysM у наземних рослинах. BMC Evol. Biol. 2009, 9, 183. [CrossRef]

15. Чжан, XC; Кеннон, С.Б.; Стейсі, Г. Молекулярна еволюція рецептороподібних кіназ типу лізину в рослинах. Фізіол рослин. 2007, 144, 623–636. [CrossRef]

16. Мія, А.; Альберт, П.; Шиня, Т.; Десакі, Ю.; Ічімура, К.; Ширасу, К.; Нарусака, Ю.; Кавакамі, Н.; Каку, Х.; Shibuya, N. CERK1, кіназа рецептора LysM, необхідна для передачі сигналів еліситора хітину в Arabidopsis. Proc. Natl. акад. Sci. США 2007, 104, 19613–19618. [CrossRef]

17. Шімідзу, Т.; Накано, Т.; Такамідзава, Д.; Десакі, Ю.; Ішіі-Мінамі, Н.; Нішізава, Ю.; Мінамі, Е.; Окада, К.; Ямане, Х.; Каку, Х.; та ін. Дві молекули рецептора LysM, CEBiP і OsCERK1, спільно регулюють передачу сигналів хітинового еліситора в рисі. Плант Дж. 2010, 64, 204–214. [CrossRef]

18. Ван, Дж.; Чжан, XC; Нійс, Д.; Рамонель, К.М.; Клаф, С.; Кім, С.Й.; Стейсі, М.Г.; Стейсі, Г. Кіназа, подібна до рецептора LysM, відіграє вирішальну роль у передачі сигналів хітину та стійкості до грибів у Arabidopsis. Рослинна клітина 2008, 20, 471–481. [CrossRef]

19. Іізаса, Е.; Міцутомі, М.; Nagano, Y. Пряме зв'язування кінази, схожої на рецептор LysM, LysM RLK1/CERK1, з хітином in vitro. J. Biol. Chem. 2010, 285, 2996–3004. [CrossRef] [PubMed]

20. Бротман Ю.; Ландау, У.; Пніні, С.; Lisec, J.; Балазаде, С.; Мюллер-Робер, Б.; Зільберштейн, А.; Вільміцер, Л.; Чет, І.; Viterbo, A. LysM-рецептор-подібна кіназа LysM RLK1 необхідна для активації захисних і абіотичних стресових реакцій, викликаних надмірною експресією грибкових хітиназ у рослинах Arabidopsis. мол. Завод 2012, 5, 1113–1124. [CrossRef]

21. Чень, Л.; Хамада, С.; Фудзівара, М.; Чжу, Т.; Тао, Н.П.; Вонг, HL; Крішна, П.; Уеда, Т.; Кавасакі, Т.; Шимамото, К. Комплекс шаперонів Hop/Sti1-Hsp90 сприяє дозріванню та транспортуванню рецептора PAMP у вродженому імунітеті рису. Cell Host Microbe 2010, 7, 185–196. [CrossRef] [PubMed]

22. Акамацу, А.; Вонг, HL; Фудзівара, М.; Окуда, Дж.; Нішіда, К.; Уно, К.; Імаї, К.; Умемура, К.; Кавано, Ю.; Шимамото, К. Модуль OsCEBiP/OsCERK1-OsRacGEF1-OsRac1 є важливим раннім компонентом індукованого хітином імунітету рису. Клітинний мікроб-хазяїн 2013, 13, 465–476. [CrossRef]

23. Шиня Т.; Ямагучі, К.; Десакі, Ю.; Ямада, К.; Нарісава, Т.; Кобаяші, Ю.; Маеда, К.; Сузукі, М.; Танімото, Т.; Такеда, Дж. Селективна регуляція захисної реакції, викликаної хітином, рецептороподібною цитоплазматичною кіназою Arabidopsis PBL27. Плант Дж. 2014, 79, 56–66. [CrossRef] [PubMed]

24. Ямагучі, К.; Ямада, К.; Ісікава, К.; Йосімура, С.; Хаяші, Н.; Учіхасі, К.; Ішихама, Н.; Кіші-Кабоші, М.; Такахаші, А.; Tsuge, S. Рецепторно-подібна цитоплазматична кіназа, спрямована на ефектор рослинного патогена, безпосередньо фосфорилюється рецептором хітину та опосередковує імунітет рису. Клітинний мікроб-господар 2013, 13, 347–357. [CrossRef]

For more information:1950477648nn@gmail.com