Поліпшення виробництва ехінакозиду та актеозиду шляхом двостадійного виявлення в суспензійній культурі клітин Cistanche Deserticola

для отримання додаткової інформації:ali.ma@wecistanche.com

Wen-Hao Chen та ін

Анотація

У відповідних концентраціях поліаміни сприяли росту мозолів іехінакозидзмістCistanche deserticolaпри цьому Ag плюс збільшив вмістехінакозидіактеозид. У 20-денний період культивування, коли путресцин (25 мкМ) і Ag plus (10 мкМ) додавали на 8 і 16 день відповідно,ехінакозидвиробництва (1,7 г/л) іактеозидпродукція (0.4 gl–1) досягла максимуму, який становив 1.4-рази та 1.5-рази, ніж при одноразовій обробці путресцином, 1.6-рази та в 1.4- раз більше, ніж при одній обробці Ag плюс відповідно. Екзогенний путресцин підвищив життєздатність клітин і антиоксидантну ферментативну активність, що значно збільшило кінцеву біомасу. Додавання Ag плюс значно збільшило вміст H2O2 та активність фенілаланін-амоніазу, що призвело до більш високогоехінакозидіактеозидвміст.

Ключові словаактеозид,Cistanche deserticola, Ехінакозид, Елісітор, Суспензійна культура

Скорочення

APOX Аскорбатпероксидаза

CAT Каталаза

H2O2 Перекис водню

PAL Фенілаланін аміак-ліаза

PeGs Фенілетаноїдні глікозиди

АФК активні форми кисню

СОД Супероксиддисмутаза

Cistanche deserticola

Клацніть, щоб переглянути продукти екстракту Cistanche UK та Cistanche

вступ

Cistanche deserticolaYC Ma широко використовується в традиційній китайській медицині. Фенілетаноїдні глікозиди (PeG) є основними біоактивними компонентами цієї рослини. Серед PeG,ехінакозидіактеозидє основними компонентами для покращення сексуальної потенції, регуляції імунної функції, поглинання вільних радикалів і проти старіння (Song et al. 2003). Через надмірну експлуатацію, важке вирощування та погіршення навколишнього середовища здичавіло Cistanche deserticolaрослини знаходяться на межі вимирання. Культура рослинних клітин може бути привабливою альтернативою для отримання цих біоактивних компонентів. Основні проблеми культури in vitroCistanche deserticolaмають низьку біомасу та низький вміст PeG. Повідомлялося, що багато еліситорів стимулюють синтез PeG (Cheng et al. 2005, 2006; Lu and Mei 2003; Ouyang et al. 2003a; Xu et al. 2005), але, на жаль, більшість еліситорів зменшують клітинну біомасу.

В останні роки в суспензійній культурі рослинних клітин досліджується поєднання різних еліситорів. Завдяки різним діям різних еліситорів комбінація різних еліситорів може досягти синергічного ефекту. Еліситори можна додавати одночасно, наприклад, у суспензійну культуру Taxus spp. (Yuan et al. 2002) і женьшеню (Bae et al. 2006). З іншого боку, додавання різних еліситорів на стадії росту біомаси та вторинної стадії виробництва метаболітів відповідно дало максимальне виробництво біомаси та таксолу в суспензійній культурі Taxus baccata ( Khosroushahiet ін. 2006). Однак доступно небагато повідомлень щодо використання комбінуючих еліситорів у культурі клітин Cistanche deserticola.

ЕхінакозидвCistanche deserticola

Попередні звіти проCistanche deserticolaбуло зосереджено на збільшенні вмісту PeG, але еліситори, такі як поліаміни для стимулювання біомаси, були частково проігноровані. Поліаміни можуть стимулювати біомасу калюса шляхом посилення клітинної проліферації та пом’якшення клітинного старіння (Bais and Ravishankar 2002). Нещодавно повідомлялося, що поліаміни брали участь у взаємодії з етиленом і стійкістю до абіотичного стресу, тоді як етилен і активні форми кисню (АФК) від абіотичного стресу призводили до старіння та смерті клітин (Cona та ін. 2006). З іншого боку, окислювальний стрес, викликаний еліситорами, призводив до накопичення АФК, включаючи перекис водню (H2O2) і супероксидний аніон (O2–), які, як повідомляється, є посередниками запрограмованої клітинної смерті та вторинного синтезу метаболітів як сигнальні молекули (Yuan et al. 2001). ; Сюй і Донг 2005). Наприклад, H2O2 індукував генну експресію фенілаланін-аміако-ліази (EC 4.3.1.5), ключового ферменту для захисної реакції та вторинного метаболізму (Desikan et al. 1998), який регулював виробництво PeG у культурі клітинCistanche deserticola(Cheng et al. 2005; Ouyanget al. 2003a). Зважаючи на окислювальний стрес, деякі іони металів, такі як Ni2 плюс, Co2 плюс, Ag плюс, ефективно сприяли синтезу вторинних метаболітів у багатьох рослинах (Zhao et al. 2005). Можливо, вони можуть посилювати активність PAL і виробництво PeG. У цьому дослідженні поліаміни та іони металів, а також комбінація цих еліситорів застосовувалися для посилення росту мозолі,ехінакозид, іактеозидзміст Cistanche deserticola. Крім того, було також досліджено зв’язок між еліситорами та вмістом H2O2, а також їхній вплив на активність PAL та антиоксидантних ферментів.

Матеріали та методи

Рослинна сировина

Cistanche deserticolaклітинні лінії були індуковані зі стовбура. Після стерилізації стебло розрізали на частини розміром приблизно 1 см3 і культивували на середовищі B5 (Gamborg et al. 1968), що містило 5 мкМ нафталіноцтової кислоти (NAA), 9 мкМ 6-бензиладеніну (6-BA), 4 1 М 2,4-дихлорфеноксіоцтової кислоти (2,4-D) і 30 г сахарози 1–1. Через 30 днів світло-жовтий калюс виймали та пересівали на середовище B5 з 5 lMNAA, 9 мкМ 6-BA та 1 мкМ 2,4-D, а суспензійну культуру клітин створювали відповідно до методів ofOuyang та ін. (2003b).

Каллусна культура

Близько 1,5 г свіжого калюсу (0.125 г DW) із 20-денної суспензійної культуриCistanche deserticolaінокулював у колбу Ерленмейєра 250- мл, що містить 50 мл середовища B5. Середовище B5 перед автоклавуванням було додано 5 мкМ NAA, 9 мкМ 6-BA, 1 мкМ 2,4-D і 30 г сахарози l–1 при pH 5,6. Усі експерименти проводили в трьох повторах при 25 градусах у темряві на ротаційному шейкері (110 об/хв) протягом 20 днів.

актедозіявCistanche deserticola

Еліситорне лікування

В одному експерименті з виявлення розчини путресцину (Put), сперміну (Spm), спермідину (Spd), нітрату срібла та хлориду кобальту, стерилізовані фільтром, додавали до середовища в заданих концентраціях, щоб дослідити їх вплив на ріст мозолі та вміст PeG. З оптимальним типом еліситора та концентрацією було досліджено вплив часу годування. Потім, виходячи з оптимальної концентрації та часу годування, було розроблено комбінацію різних еліситорів, щоб підвищити виробництво PeG у двоетапному експерименті еліситації. Контролем служила культура калюсу без елісіторів. Щоб дослідити механізм дії елісіторів, мозоль виймали через визначений час після додавання елісітору для подальшого аналізу в двостадійному експерименті еліфікації.

Біохімічні аналізи

Через визначений час після додавання еліситора клітини фільтрували та обережно промивали дистильованою водою. Потім визначали життєздатність клітин шляхом фарбування 2,3,5-трифенілтетразолій хлоридом за методом Verleysenet al. (2004), Індекс життєздатності визначається як абсорбція, виміряна на грам свіжої тканини. Вміст Н2О2 у свіжих клітинах визначали за методом Великової та ін. (2000). Визначення активності фенілаланін-аміако-ліази (PAL) (EC 4.3.1.5) базувалося на методі Koukol і Conn (1961). Методи, використані для екстракції та визначення супероксиддисмутази (SOD) (EC1.15.1.1), каталази (CAT) (EC 1.11.1.6), аскорбатпероксидази (APOX), були такими ж, як у Jebara et al. (2005).

Вимірювання біомаси, ехінакозиду та актеозиду

Для визначення сухої маси (DW) мозоль фільтрували та промивали дистильованою водою, а потім сушили заморожуванням до постійної маси для реєстрації сухої маси.

Сухі клітини (20 мг) екстрагували 10 мл 50 відсотків (об./об.) метанолу при кімнатній температурі в ультразвуковій обробці (40 кГц, 160 Вт) протягом 15 хв. Після фільтрування через фільтр 0,22 мкл 20 мкл зразків вводили в систему ВЕРХ (Waters 2695), обладнану колонкою C18 (Diamonsil, 250 мм · 4,6 мм, розмір частинок 5 мкм). Рухома фаза складалася з метанолу та 0,05% водного розчину оцтової кислоти (об./об.) у співвідношенні 35:65 (об./об.). Швидкість потоку становила 1,0 мл хв^–1температура колонки становила 30 градусів, а довжина хвилі УФ-детектування (Waters 2996) становила 334 нм.

Калібрувальні кривіехінакозидіактеозидмали гарну лінійність у діапазоні {{0}}.2–6.4 lg(r=0.9997) та 0.16–4.6 lg (r {{1{{ 24}}}}.9995) відповідно. Середнє вилучення ехінакозиду та актеозиду (n=5) становило 98,7 відсотка (RSD=1.5 відсотка ) та 98,2 відсотка (RSD=1 .28 відсотків) відповідно. Експерименти з точністю показали хороші результати, відносне стандартне відхилення становило менше 2 відсотків. Межі кількісного визначення становили 0,04 та 0,06 lg для ехінакозиду та актеозиду відповідно. Стандарти ехінакозиду та актеозиду були придбані в NICPBP (Національний інститут контролю за фармацевтичними та біологічними продуктами, Пекін, Китай). Виробництво ехінакозиду/актеозиду=Вміст ехінакозиду/актеозиду (мг/г–1 DW) x Біомаса (g DW l^–1).

Статистичний аналіз

Усі експерименти та визначення повторювали три рази, і всі значення були середніми для трьох повторів ± SE. Дані були подані на дисперсійний аналіз (однофакторний ANOVA, тест Тьюкі) для виявлення суттєвих відмінностей за допомогою PROC ANOVA SAS версії 6.12.

Результати

Вплив поліамінів на ріст мозолі,ехінакозид, іактеозидвміст.

У таблиці 1 показано вплив поліамінів на ріст мозолів,ехінакозид, іактеозидзмістCistanche deserticola. Put і Spm значно сприяли росту мозолі у відповідній концентрації. Близько 25 мкМ Put було найефективнішим, а біомаса (11,2 г DW l–1) була в 1 раз більше, ніж контроль. Одночасно посилюються поліаміниехінакозидвміст значно. Коли було додано 25 lM Put,ехінакозидвміст збільшився на 46 відсотків порівняно з контролем, тоді як значного збільшення вмісту актеозиду не виявлено.

Вплив Ag plus і Co2 plus на ріст калюсу, вміст ехінакозиду та актеозиду

Вплив іонів металів на ріст мозолі,ехінакозид, іактеозидвміст ілюструється в таблиці 2. Вміст ехінакозиду та актеозиду значно підвищувався Ag plus, тоді як ріст калюсу був дещо пригнічений. Коли додавали 10 мкМ Ag plus,ехінакозидзміст іактеозидвміст збільшився на 73 відсотки та 62 відсотки відповідно порівняно з контролем. Одночасно не було значної різниці в біомасі між обробкою Ag plus і контролем. Co2 плюс майже не показали позитивного впливу на ріст калюсу та вміст PeG.

Вплив часу годування на ріст калюсу, вміст ехінакозиду та актеозиду

Put (25 мкМ) і Ag plus (10 мкМ) були обрані для подальших експериментів. Вплив часу годування на ріст мозолів,ехінакозид, іактеозидвміст наведено в таблиці 3. При додаванні Put (25 мкМ) на 8 день була отримана максимальна біомаса (11,8 г DW l–1). Тим часом,ехінакозидвміст був підвищений до 107,2 мг г–1 сутактеозидвміст був майже таким самим, як і контрольний.

Ag плюс додавання раніше призвело до зменшення біомаси. Додаючи Ag plus (10 мкМ) на 16 день, обидваехінакозидвміст (127,9 мг г–1 DW) іактеозидвміст (34,2 мг г–1 DW) досяг максимуму, який був у 22-рази та 1.4-рази відповідно в порівнянні з контролем.

Комбінований вплив Put і Ag plus на ріст мозолів, виробництво ехінакозиду та актеозиду

Як показано в результатах окремих еліситорів, додавання Put на ранній стадії збільшувало біомасу, а Ag плюс додавання на пізній стадії сприяло вмісту ехінакозиду та актеозиду без помітного зменшення біомаси. Тож був розроблений двоетапний протокол виявлення. Put (25 мкМ) і Ag plus (10 мкМ) додавали на відповідних оптимальних стадіях.

На малюнку 1 показано вплив комбінованого додавання Putand Ag plus на ріст мозолі,ехінакозид, іактеозидвиробництво на відміну від контрольного. Коли Put (25 мкМ) додавали на 8-й день і Ag plus (10 мкМ) на 16-й день, оптимальна біомаса (11,4 г DW l–1), вміст ехінакозиду (152,4 mg g–1 DW) і вміст актеозиду (36,1) мг г–1 DW) були досягнуті на 20 день (рис. 1). Theехінакозидпродукції (1,7 г/л) іактеозидвиробництво (0.4 gl–1) становило 3.3-рази та 2.1-рази, ніж у контролі, відповідно, що було вищим, ніж при одноразовому виявленні (Таблиця 3). . У порівнянні з лікуванням одним еліситором,ехінакозидіактеозидвиробництво за допомогою комбінування еліситорів було в 1.4-раз і 1.5-раз більше, ніж при одноразовій обробці Put, в 1.6- і 1.4-раз більше, ніж при однократній обробці Ag plus , відповідно. Тривале культивування призвело до зниження біомаси, виробництва ехінакозиду та актеозиду (рис. 1)

Рис. 1 Профілі біомаси (А),ехінакозид, іактеозидвиробництво (B) з/без поєднання еліситорів у суспензійній культуріCistanche deserticola. Вертикальні смуги представляють стандартну помилку трьох повторень. Каллус, 0.125 г DW, інокулював у 250- мл колби Ерленмейєра, що містять 50 мл середовища B5. Put (25 мкМ) і Ag plus (10 мкМ) додавали на 8 і 16 день відповідно. Експерименти проводили при температурі 25 градусів у темряві на ротаційному шейкері (110 об/хв) протягом 20 днів.

Вплив Put і Ag plus на життєздатність клітин, вміст H2O2 і активність PAL і антиоксидантних ферментів

Зрозуміти механізм дії еліситорів на ріст клітин і вторинний метаболізмCistanche deserticola, зміни життєздатності клітин, вмісту H2O2 та активності PAL і антиоксидантних ферментів після додавання Put і Ag plus досліджували в двостадійній культурі для виявлення. Коли Put було додано на 8-й день (0 год на рис. 2), вміст H2O2 швидко знизився, що становило лише 48,9 відсотка від контролю на 6 годину, відповідно, і відновився до рівня контролю поступово через 24 години (рис. 2A). Життєздатність клітин збільшувалася до 12 годин, а потім неухильно знижувалася, що було на 26,9 відсотка та 16,7 відсотка вище, ніж контроль через 24 години та 48 годин відповідно (рис. 2B). Активність SOD і APOX помітно зросла через 6 годин, а активність SOD знизилася до аналогічного рівня контролю через 24 години, тоді як активність APOX була в 1.3-рази більшою за контроль (рис. 2C, D). Додавання не показало значного впливу на активність CAT (рис. 2E). Зменшення вмісту H2O2 і зростання активності антиоксидантних ферментів означало менше окислювальних пошкоджень і зберігало більше клітин життєздатними, ніж контроль.

Рис. 2 Зміни вмісту H2O2, життєздатності клітин, активності APOX, SOD, CAT і PAL після додавання на 8 день у суспензійну культуруCistanche deserticola. Вертикальні стовпчики представляють стандартну помилку трьох повторень

Одночасно активність PAL досягала максимуму на 12-й годині, а потім через 48 годин поступово знижувалася до рівня, подібного до контролю (рис. 2F).

Клітини безперервно культивували після додавання Put, і Ag plus додавали до середовища на 16 день (0 год на рис. 3). Вміст H2O2 швидко зростав і зберігав значно вищий рівень, ніж у контролі, до 48 годин (рис. 3A). Однак життєздатність клітин значно пригнічувалась і ставала меншою (рис. 3B). Активність APOX зберігала постійний рівень і зменшувалася через 24 години (рис. 3C). Активність SOD і CAT різко зросла через 3 години та досягла своїх максимумів через 12 годин і 6 годин відповідно, які були в 1.6-раз і 1.{16}}раз вище, ніж у контрольній групі, а потім повільно знизилися (рис. 3D). , E). Активність PAL зросла до 2.{19}}разів у порівнянні з контролем через 24 години, що все ще було на 22,5 відсотка вище, ніж контроль через 48 годин (рис. 3F).

Рис. 3 Зміни вмісту H2O2, життєздатності клітин, активності APOX, SOD, CAT і PAL після Ag плюс додавання на 16 день у суспензійній культуріCistanche deserticolaз додаванням Put onday 8. Вертикальні смуги представляють стандартну помилку трьох повторень.

Обговорення

Поліаміни та іони металів продемонстрували різний вплив на ріст калюсу та виробництво PeGCistanche deserticola. У відповідних концентраціях поліаміни в основному посилюють ріст мозолі, тоді як Ag plus сприяють виробленнюехінакозидіактеозидзначно. Коли як Put, так і Ag plus в оптимальній концентрації додавали в різний час, спостерігалися деякі синергічні ефекти.

Що стосується росту мозолі, стимулюючий ефект залежав від типу поліамінів, концентрації та часу годування. 25 lMPut був найефективнішим для росту калюсу при додаванні в день 8. Еліситор продемонстрував оптимальний ефект стимулювання на ранній стадії росту. Хоча було виявлено, що Ag plus і Co2 plus підсилюють вторинні метаболіти в різних рослинах (Zhaoet al. 2005), лише Ag plus продемонстрував позитивний вплив на вмістехінакозидіактеозид. Оскільки Ag плюс може пригнічувати життєздатність клітин і проліферацію клітин, додавання Ag плюс на 16 день посилює виробництвоехінакозидіактеозидбез істотного зменшення біомаси.

Коли рослинні клітини піддаються обробці еліситором, елісітор ініціює трансдукцію сигналу з поверхні плазматичної мембрани та виробництво АФК, індукує захисну реакцію рослини та посилює вторинний метаболізм рослин, регулюючи ключові ферменти, які каталізують біосинтез цільових вторинних метаболітів (Zhao et al. 2005). Оксидативний стрес через лікування еліситорами призводить до накопичення АФК і може бути пом’якшений антиоксидантними ферментами, включаючи SOD, APX, CAT і POD. Коли окислювальне пошкодження виходить за межі функцій антиоксидантних ферментів, рослинні клітини можуть загинути, оскільки життєздатність клітин зменшується.

Вважається, що H2O2, тип АФК, бере участь у запрограмованій смерті клітин і регулює синтез вторинних метаболітів шляхом індукції експресії багатьох захисних генів і генів біосинтезу вторинних метаболітів, таких як PAL. Вважається, що H2O2, тип АФК, бере участь у запрограмованій смерті клітин і регулює синтез вторинних метаболітів шляхом індукції експресії багатьох захисних генів і генів біосинтезу вторинних метаболітів, таких як PAL.

Поліаміни покращують стійкість до абіотичного стресу шляхом ефективного видалення АФК, захисту нуклеїнової кислоти та мембрани (Alca´zar та ін. 2006) і посилення активності антиоксидантного ферменту (Tang and Newton 2005). Відповідно до звіту Пападакіса та Рубелакіса-Ангелакіса (2005), Put продемонстрував кращий блокуючий ефект на накопичення ROS, ніж Spd і Spm. Як показано в наших результатах, кінцева обробка біомаси InPut була більшою, ніж у обробках Spd та Spm. Екзогенний Put знижує вміст H2O2, підвищує активність антиоксидантних ферментів і ефективність життєздатності клітин. Ймовірно, вища життєздатність клітин сприяє більшій проліферації та вищій біомасі. Тоді можна було б пояснити, чому додавання Ag плюс раніше призвело до зменшення біомаси для Ag плюс збільшення накопичення H2O2 і значного зниження життєздатності клітин. Активність антиоксидантних ферментів була посилена, щоб зменшити окислювальний стрес, не впливаючи на життєздатність клітин. Додаток Ag plus також сприяв PALactivity, а також виробництвуехінакозидіактеозидзначно. Механізм може узгоджуватися з результатами Desiken et al. (1998) і Yuan et al. (2001). H2O2 може відігравати ключову роль у проліферації клітин і виробництві PeG. Поставте підвищену активність ПАЛ іехінакозидвміст у градусах, можливо іншим способом для зменшення вмісту H2O2.

Останніми роками більшість звітів зосереджено на впливі одного еліситора на ріст мозолі та вміст PeGsCistanche deserticola. Однак багато еліситорів не посилювали ріст мозолі при оптимальній концентрації, наприклад ахітозан, фунарний еліситор (Fusarium solani), метилжасмонат і саліцилова кислота (Cheng et al. 2006; Lu and Mei 2003; Xu et al. 2005). Суміш рідкоземельних елементів покращила ріст клітин і виробництво PeG на 26 і 167 відсотків вище, ніж у контрольній групі відповідно (Ouyanget al. 2003b). Повторне викликання одним еліситором також значно посилювало вироблення PeG (Cheng et al. 2005, 2006). Це хороша альтернатива для отримання оптимальної біомаси та виробництва PeG шляхом додавання різних еліситорів на різних етапах. Коли 25 мкМ Put і 10 мкМ Ag плюс було додано на 8 і 16 день, відповідно,ехінакозидпродукція (1,7 г/л) і продукція актеозиду (0,4 г/л) досягли максимуму, що було вищим, ніж при одноразовому виявленні Put або Ag плюс, а також у попередніх звітах.

Від: ' Поліпшенняехінакозидіактеозидотримання шляхом двостадійного виявлення в суспензійній культурі клітинCistanche deserticola' відWen-Hao Chen та ін

---World J Microbiol Biotechnol (2007) 23:1451–1458 / Springer Science plus Business Media BV 2007

Список літератури

Алькасар Р., Марко Ф., Куевас Дж. К., Патрон М., Феррандо А., Карраско П., Тібурсіо А. Ф., Альтабелла Т. (2006) Участь поліамінів у реакції рослин на абіотичний стрес. Biotechnol Lett 28:1867–1876
Bae KH, Choi YE, Shin CG, Kim YY, Kim YS (2006) Підвищення продуктивності гінзенозидів за рахунок поєднання етефону та метилжасмонату в культурах додаткового кореня женьшеню (Panax ginseng CA Meyer). Biotechnol Lett 28:1163–1166
Bais HP, Ravishankar GA (2002) Роль поліамінів в онтогенезі рослин та їх біотехнологічне застосування. Культ органів рослинної клітини 69:1–34
Cheng XY, Guo B, Zhou HY, Ni W, Liu CZ (2005) Повторне виявлення посилює накопичення фенілетаноїдних глікозидів у суспензійних культурах клітинCistanche deserticola. Biochem Eng J 24:203–207
Cheng XY, Zhou HY, Cui X, Ni W, Liu CZ (2006) Поліпшення біосинтезу фенілетаноїдних глікозидів уCistanche deserticolaсуспензійні культури клітин на хітозановому еліситорі. J Biotechnol 121:253-260
Cona A, Rea G, Angelini R, Federico R, Tavladoraki P (2006) Функції аміноксидаз у розвитку та захисті рослин. Trends Plant Sci 11:80–88
Desikan R, Reynolds A, Hancock JT, Neill SJ (1998) Харпін і перекис водню ініціюють запрограмовану смерть клітин, але мають різний вплив на експресію захисних генів у суспензійних культурах Arabidopsis. Biochem J 330:115-120
Gamborg OL, Miller RA, Ojima K (1968) Потреби в поживних речовинах суспензійних культур клітин кореня сої. Exp Cell Res 50:151–158Jebara S, Jebara M, Limam F, Aouani ME (2005) Зміни в
Активність аскорбатпероксидази, каталази, гваяколпероксидази та супероксиддисмутази в бульбочках звичайної квасолі (Phaseolus vulgaris) під впливом солі. J Plant Physiol 162:929–936
Khosroushahi AY, Valizadeh M, Ghasempour A, Khosrowshahli M, Naghdibadi H, Dadpour MR, Omid Y (2006) Покращене виробництво таксолу шляхом комбінації індукуючих факторів у культурі суспензійних клітин Taxus baccata. Cell Biol Int 30:262–269
Koukol J, Conn EE (1961) Метаболізм ароматичних речовин і властивості фенілаланіндезамінази Hordeum vulgare. J Biol Chem 236:2692–2698
Lu CT, Mei XG (2003) Поліпшення виробництва фенілетаноїдних глікозидів грибковим еліситором у суспензійній культурі клітинCistanche deserticola. Biotechnol Lett 25:1437–1439
Ouyang J, Wang XD, Zhao B, Yuan XF, Wang YC (2003a) Утворення фенілетаноїдних глікозидівCistanche deserticolaкалюс, вирощений на твердих середовищах. Biotechnol Lett 25:223–225
Ouyang J, Wang XD, Zhao B, Yuan XF, Wang YC (2003b) Вплив рідкоземельних елементів на рістCistanche deserticolaклітин і вироблення фенілетаноїдних глікозидів. J Biotechnol 102:129-134
Пападакіс А.К., Рубелакіс-Ангелакіс К.А. (2005) Поліаміни пригнічують утворення супероксиду, опосередковане НАДФН-оксидазою, а путресцин запобігає запрограмованій смерті клітин, спричиненій перекисом водню, що генерується поліаміноксидазою. Planta 220:826–837
Song ZH, Lei L, Tu PF (2003) Досягнення в дослідженні фармакологічної активності рослинЦистанхеХоффінг та Лінк. Chin Tradit Herbal Drugs 34:16–18
Tang W, Newton RJ (2005) Поліаміни зменшують спричинене сіллю окислювальне пошкодження шляхом підвищення активності антиоксидантних ферментів і зменшення перекисного окислення ліпідів у сосні Вірджинії. Регулювання росту рослин 46:31–43
Великова В., Йорданов І., Едрева А. (2000) Окислювальний стрес і деякі антиоксидантні системи в рослинах, оброблених кислотними дощами, захисна роль екзогенних поліамінів. Plant Sci 151:59–66
Verleysen H, Samyn G, Van Bockstaele E, Debergh P (2004) Оцінка аналітичних методів для прогнозування життєздатності після кріоконсервації. Культ органів рослинної клітини 77:11–21
Xu MJ, Dong JF (2005) O2– від індукованого еліситором окислювального вибуху необхідний для активації фенілаланін-амоніазу-ліази та синтезу катарантина в культурах клітин Catharanthus roseus. Enzyme Microb Technol 36:280–284
Xu LS, Xue XF, Fu CX, Jin ZP, Chen YQ, Zhao DX (2005) Вплив метилжасмонату та саліцилової кислоти на синтез фенілетаноїдних глікозидів у суспензійних культурахCistanche deserticola. Chin J Biotechnol 21:402–406
Yuan YJ, Li C, Hu ZD, Wu JC (2001) Шлях передачі сигналу для окисного вибуху та виробництва таксолу в суспензійних культурах Taxus Chinensis var. mairei, індукований олігосахаридом з Fusarium oxysprum. Enzyme Microb Technol 29:372–379
Yuan YJ, Wei ZJ, Miao ZQ, Wu JC (2002) Шляхи дії еліситорів на шляху біосинтезу таксолу та їх синергічний ефект. Biochem Eng J 10:77–83
Zhao J, Davis LC, Verpoorte R (2005) Передача сигналу еліситора, що призводить до виробництва вторинних метаболітів рослин. Biotechnol Adv 23:283–333