Вплив дієтичного введення полісахаридів морських водоростей на ріст, чисельність мікробів, ріст і експресію імунозалежних генів тихоокеанської білоногої креветки (Litopenaeus Vannamei)
May 09, 2023
Анотація:
Ця робота спрямована на визначення впливу дієтичних добавок полісахариду, екстрагованого з бурих морських водоростей Sargassum dentifolium, на індекси росту, використання корму, біохімічний склад, чисельність мікробів, експресію генів, пов’язаних з ростом та імунітетом, і генів стресу тихоокеанської білоногої креветки Litopenaeus. vannamei. Загалом 360 постличинок L. vannamei було випадковим чином розподілено в 12-скляний акваріум (40 л кожного) із щільністю посадки 30 креветок із початковою вагою (0,0017 ± 0,001 г).
Під час {{0}}денного експерименту всі личинки креветок отримували відповідний раціон у кількості 10 відсотків від загальної маси тіла тричі на день. Три експериментальні дієти були підготовлені з різними рівнями полісахаридів морських водоростей (SWP). Основна контрольна дієта не мала рівня полісахаридів (SWP0), тоді як SWP1, SWP2 і SWP3 містили полісахариди в концентраціях 1, 2 і 3 г кг-1 дієти відповідно. Дієти, доповнені рівнем полісахаридів, продемонстрували значне покращення збільшення ваги та виживання порівняно з контрольною дієтою. Біохімічний склад усього тіла та чисельність мікробів (загальна кількість гетеротрофних бактерій і Vibrio spp.) L. vannamei показали значні відмінності між дієтами, обробленими полісахаридами, порівняно з контролем.
Наприкінці експерименту з годівлею харчові добавки рівня полісахаридів підсилили експресію генів, пов’язаних із ростом (інсуліноподібні фактори росту (IGF-I, IGF-II), гени, пов’язані з імунною системою (-глюканзв’язуючий білок (- Bgp), профенолоксидаза (ProPO), лізоцим (Lys) і Crustin) і гени стресу (супероксиддисмутаза (SOD) і глутатіонпероксидаза (GPx) у м’язовій тканині L. vannamei. Однак поточне дослідження дійшло висновку, що включення Доза 2 г/кг полісахариду як харчової добавки сприяла як набору ваги, так і виживаності L. vannamei, тоді як рівень введення 3 г/кг зменшує чисельність патогенних мікробів і покращує ріст, імунітет. і пов'язані зі стресом експресії генів L. vannamei.
Ключові слова: Sargassum dentifolium; кормові добавки; креветкова промисловість; показники зростання; гени, пов'язані з ростом; імунозалежні гени; гени стресу.
Супероксиддисмутаза (супероксиддисмутаза, СОД) — внутрішньоклітинний антиоксидантний фермент, здатний перетворювати шкідливі супероксид-радикали в нешкідливі для клітин кисень і гідроксид-іони. Імунітет — це здатність організму розпізнавати та атакувати чужорідні патогени та аномальні клітини.
Дослідження показали, що як Т, так і В-клітини в імунній системі потребують певних окисних метаболічних процесів для підтримки своїх нормальних функцій. Однак надмірний окислювальний метаболізм генерує велику кількість вільних радикалів, що призводить до окислювального пошкодження клітин і зниження імунної функції. СОД може видалити надлишок вільних радикалів супероксиду, захистити клітини від окисного пошкодження та підвищити імунітет. Крім того, дослідження також виявило, що SOD також може діяти як сигнальна молекула для передачі інформації між клітинами та регулювання важливих біологічних процесів, таких як ріст, диференціювання та функціонування імунних клітин. Тому між СОД та імунітетом існує тісний зв'язок.
З цієї точки зору ми повинні звернути увагу на підвищення імунітету в нашому житті. Згідно з нашим відкриттям, цистанхе може значно підвищити імунітет. Cistanche містить різноманітні біологічно активні компоненти, такі як полісахариди, два гриби, Хуан Лі тощо, ці інгредієнти можуть стимулювати різні клітини імунної системи та підвищувати їхню імунну активність.
Клацніть на переваги цистанчі для здоров’я
1. Введення
Індустрія аквакультури креветок пережила швидке зростання і стала найбільш значущим і провідним сектором аквакультури [1,2]. Незважаючи на те, що галузь вирощування креветок швидко розвивається, проблеми, з якими стикаються фермери, полягають у тому, щоб збільшити швидкість росту, недорогі раціони та зменшити спалахи захворювань [3,4]. Крім того, споживання креветок у світі зросло за останні десять років, що змусило експертів з питань харчування включати багато речовин, отриманих із сільського господарства, у раціони водних тварин [1,5,6]. Тихоокеанську білоногу креветку (Litopenaeus vannamei) найчастіше вирощують у всьому світі, досягаючи понад 70 відсотків усього світового вирощування креветок [7,8]. Щоб підтримувати індустрію вирощування креветок у всьому світі, необхідно вирішити багато проблем, таких як низька якість води, низька виживаність та вдосконалення дієтичного виробництва [9–14]. Крім того, зміна клімату та негативний вплив забруднення навколишнього середовища є серйозними проблемами, що обмежують стійкість аквакультури, рибальства, водних екосистем і водних тварин [15–20].
Таким чином, дієти з креветками були розширені з використанням кількох стратегій для боротьби з таким глобальним розвитком у секторі вирощування креветок [10,21]. Однією з найбільш фундаментальних стратегій є додавання кормових добавок, які стали дуже важливими для багатьох видів креветок як стимулятор росту, імунологічний стимулятор та альтернативний підхід до стійкості до хвороб [22,23]. Водні рослини (мікроводорості та морські водорості) все ще широко використовуються в багатьох важливих секторах, таких як аквакормові добавки [24], стимулятори росту рослин [25], фіторемедіація [26–30], харчові добавки для людини [31,32], фармацевтичні препарати. [33,34], косметичних речовин [35,36], антимікробної активності [37,38] та біоенергетики [39,40].
Як повідомлялося, у 2018 році світове виробництво морських водоростей (виловлених у дикій природі та вирощених) становило близько 34,4 мільйона тонн, промислова вартість — близько 13,3 мільярда доларів США [41]. Ця продукція надходить приблизно з 35 країн, а найбільшим виробником, який виробляє понад 99 відсотків, є Китай [42]. Морські водорості мають високий рівень білків, клітковини, вітамінів, жирних кислот, мінералів, пігментів і кількох біоактивних сполук [43–46].
Серед сімейства морських водоростей бурі морські водорості відомі як джерело високого вмісту цукрів, які можуть захистити водні організми від кількох шкідливих впливів, тоді як їхній полісахарид послідовно використовувався як кормова добавка для нільської тілапії [47] та червоної тілапії [2]. Доступна література продемонструвала, що полісахарид, витягнутий з морських водоростей, може сприяти розвитку вродженого імунітету та підвищувати стійкість креветок до патогенних інфекцій [48–50] завдяки своєму полісахаридному складу та структурі (ступінь розгалуження, заступники, сульфатування та тип зв’язків). ), які значно відрізняються від наземних рослин [51,52]. Було підтверджено, що саргассум зубоподібний, бурі морські водорості містять велику кількість полісахаридів, які є багатим ресурсом у Єгипті, мають численні фармакологічні властивості, такі як протипухлинні, антиоксидантні, кровотворні, імуномодулюючі. , і захист шлунково-кишкового тракту, тоді як повідомлялося, що введення дієти покращує неспецифічні імунні відповіді у риб [2].
Незважаючи на важливість кормових добавок для тихоокеанських білих креветок, мало відомо про застосування полісахаридів, отриманих з бурих морських водоростей, у промисловості кормових добавок для креветок [53,54]. Імуностимулятори мають важливе значення як синтетичні речовини, які підвищують здатність імунної системи боротися з інфекціями та хворобами, стимулюючи імунологічні реакції. Бактерії та бактеріальні продукти, складні вуглеводи, дієтичні фактори, тваринні екстракти, цитокіни, лектини, рослинні екстракти та синтетичні ліки, такі як левамізол, — усі це приклади доступних імуностимуляторів [55]. Антибіотики в раціоні культивованої риби та ракоподібних зазвичай використовуються для боротьби з хворобою, а також для покращення як виживання, так і росту. Однак його широко критикували через стійкість до ліків і накопичення хімікатів у тканинах водних тварин, що може бути небезпечним для здоров’я населення. Як альтернатива, природні стимулятори імунітету, такі як пробіотики та пребіотики, як правило, пропонують використовувати в кормах для ефективного стимулювання росту та імунної відповіді, а також боротьби з різними захворюваннями у водних тварин [56].
Стимулюючі ефекти імуностимуляторів, таких як глюкан, хітозан, нуклеотиди, ліпополісахариди (LPS), альгінат натрію та інші полісахариди, були предметом кількох робіт на рибах і ракоподібних [55,57].
Останнім часом особлива увага приділяється використанню пребіотиків як природних альтернатив антибіотикам та імуностимуляторам в аквакультурі. Функціональні полісахариди є неперетравлюваними інгредієнтами через їхні зв’язки -1, 3 або -1, 4. За повідомленнями, споживання функціональних полісахаридів може покращити продуктивність росту та посилити імунну відповідь і стійкість до хвороб водних тварин [58]. Згідно з попередніми дослідженнями, дієти, що містять певні полісахариди, включаючи лікарські рослини та полісахариди морського походження, можуть покращити швидкість росту імунної системи та стану шлунково-кишкового тракту риб і креветок [59–61].
Стійкість до захворювань пов’язана зі збільшенням клітинних і гуморальних реакцій, включаючи фагоцитоз, бактерицидну активність, активність фенолоксидази (PO), респіраторний вибух, супероксиддисмутазу (SOD) і активність лізоциму в ракоподібних [62]. Важливу інформацію щодо активації та регуляції імунної системи можна отримати за допомогою експресії імунозалежних генів у креветок [63]. Білки розпізнавання образів (PRP), які приєднуються до молекул на поверхні мікробів, опосередковують виявлення мікроорганізмів-вторгнень як важливий етап імунної відповіді креветок [64].
PRP-розпізнавання інвазуючих патогенів є вирішальним проміжним етапом активації системи активації профенолоксидази (ProPO) [65]. Білки розпізнавання пептидогліканів [66], лектини С-типу [67], -глюканзв'язувальні білки (-Bgps) [68], ліпополісахариди (LPS) і 1,3-глюканзв'язувальні білки (1,{{11 }}Lgp) [69] усі були описані як PRP у системі ProPO. Відомо, що механізм активації профенолоксидази (ProPO), який запускається зв’язуванням PRP з компонентами клітинної стінки мікроорганізму, активує імунну систему господаря [70]. Стрес активує гліколітичні реакції, що, у свою чергу, збільшує споживання O2 і посилює вивільнення активних форм кисню (АФК) (у вигляді гідроксильного радикалу, пероксиду водню та супероксид-аніонів) [71]. Однак АФК може усунути стресор; збільшення ROS призведе до серйозних руйнувань.
Таким чином, швидке видалення надмірної кількості АФК є критичним для відповідної функції клітини. Це досягається підвищенням експресії антиоксидантних ферментів [72]. Супероксиддисмутаза (SOD) є антиоксидантним ферментом, який спирається на супероксид-аніони. Супероксидні радикали детоксикуються за допомогою SOD, перетворюючись на кисень і перекис водню, які згодом перетворюються на H2O і O2 каталазою і надходять до клітини як безпечні композити [73,74].
Ген супероксиддисмутази міді й цинку CuZnSOD та інші імунні гени також залучені до непрямого імунітету креветкоподібного Крустіна, який є важливим для імунітету до інфекцій [75,76]. У L. vannamei дієтичний екстракт полісахариду женьшеню Panax зменшує запалення, підвищує активність імунних ферментів і модифікує експресію імунних генів [77]. Велика кількість генів регулює характеристики розвитку, включаючи гормон росту (GH) та інсуліноподібні фактори росту (IGF-I та IGF-II) [78]. Швидке зростання аквакультури L. vannamei вимагає створення швидких генетичних ліній [79]. Наскільки нам відомо, мало відомо про вплив харчових добавок полісахаридів Sargassum dentifolium на ріст креветок, імунітет і експресію генів, пов’язаних зі стресом. Таким чином, це дослідження було проведено, щоб оцінити вплив дієтичного введення полісахариду, отриманого з бурих морських водоростей (S. centifolia), на продуктивність росту, використання корму, склад тіла, мікробні спільноти, ріст, імунітет і експресію генів стресу білої ніжки. креветка Litopenaeus vannamei.
2. Матеріали та методи
2.1. Бурі морські водорості, Sargassum centifolia
Бурі морські водорості, S. dentiform, були зібрані в затоці Абу-Кір, Александрія, Єгипет (31,3000 пн.ш. і 30,1667 сх.д.) [2]. Епіфіти видаляли з отриманих зразків, як описано раніше [80]. Перед використанням зразки потім промивали, очищали, сушили на повітрі, подрібнювали в порошок і зберігали в пластикових пакетах при кімнатній температурі [29]. Процедури, викладені в [81], були використані для вилучення полісахариду з бурих морських водоростей S. dentifolium.
2.2. Дослідження якості води
Під час експерименту з годівлею ми переконалися, що рівні NH3 − (мг L−1), NO2 − (мг L−1), NO3 − (мг L−1), лужність (мг L−1) і PO4 − (мг L-1) були в межах діапазонів, запропонованих для креветок [82] і вказівок APHA [83]. Крім того, щоденні вимірювання температури (◦C), солоності (ppt) і рН проводилися о 13:00. Термометр, підвішений на глибині 30 см, використовувався для отримання точних показань температури води, а рН-метр і рефрактометр (Orion, Іпсвіч, Массачусетс, США) використовували для отримання точних показників кислотності та лужності води щодня о 9.00 год.
2.3. Тихоокеанська білонога креветка (Litopenaeus vannamei)
2.3.1. Експеримент на тваринах
Приватний інкубаторій поставив личинки (PL) тихоокеанської білої креветки L. vannamei до лабораторії безхребетних, відділу аквакультури, Суецького відділення NIOF, Єгипет. Потім PL акліматизували протягом 15 днів у двох 500-L резервуарах зі скловолокна в контрольованих умовах (28.0 ± 1.0 ◦C і солоність 29 ± 3.0 ppt). ) Дослідницький комітет NIOF, Єгипет, схвалив план експерименту та дотримання етичних стандартів поводження з креветками.
2.3.2. Експериментальний дизайн і обладнання
Поточне випробування годівлі було проведено з використанням повністю рандомізованого дизайну з потрійними повторами. Загалом було закладено 360 PL (з початковою вагою 0.0017 ± 0.001 г) із щільністю 30 креветок у 12 склянках акваріуми (кожний по 40 л). Під час 90-денного випробування з годуванням креветкам давали 10 відсотків від загальної маси тіла тричі на день (о 6:00 ранку, 12:00 вечора та 6:00 вечора). Кожен акваріум щоранку очищали від відходів і нез’їденої їжі та очищали за допомогою сифона, а 10 відсотків об’єму води щодня замінювали свіжою, збагаченою киснем і відфільтрованою морською водою [82].
2.3.3. Експериментальна дієта
Для креветок було надано чотири дієти: SWP{{0}}: комерційна дієта для креветок (Aller-Aqua, Єгипет, як контрольна основна дієта, сирий білок 40 відсотків і сирий ліпід 9 відсотків). Решта три експериментальні дієти (SWP1, SWP2 і SWP3) є комерційними дієтами для креветок, доповненими 1, 2 і 3 г/кг полісахариду S. dentifolium відповідно. Додавання рівнів полісахаридів проводили, як описано раніше Abdelrhman et al. [2]. Коротше кажучи, комерційну дієту з креветками спочатку подрібнили та розділили на три рівні частини. Кожен рівень полісахариду (1, 2 і 3 г/кг) розчиняли в дистильованій воді, а потім розпилювали на поверхню раціону до повного поглинання, і такий же адекватний об’єм дистильованої води розпилювали на контрольний раціон (SWP0) без полісахариду. [84]. Потім соняшникову олію (5 мл/кг) розбризкували на раціон, щоб покрити розчин полісахариду [85]. Нарешті, дієти були гомогенізовані та повторно гранульовані в гранули, висушені на повітрі, поміщені в целофанові пакети та охолоджені при 4 ◦C до використання.
2.4. Перевірені параметри
2.4.1. Показники зростання
2.4.2. Аналіз біохімічного складу
І експериментальні дієти, і креветки були піддані приблизному аналізу для оцінки їх біохімічного вмісту відповідно до рекомендацій AOAC [86], підготовлених, як описано в попередній статті [87]. Щоб оцінити складові всього тіла (суху речовину, сирий жир, сирий протеїн і сиру золу), 5 креветок було випадковим чином взято з кожної копії після завершення сеансу годування. Потім креветки подрібнювали, змішували до однорідності та зберігали при -20 ◦C для подальшого дослідження.
2.4.3. Мікробні спільноти
Підхід APHA [83] використовувався для визначення багатства мікробних спільнот. Зразки води (1 мл) і кишечника креветок (1 г) брали з кожної повторності (3 креветки на повторність, n=9) після завершення експерименту. Кожен зразок (кишечник і вода) засівали 9 мл стерильної дистильованої води на чашки з соєвим агаром Trypticase (TSA) і тіосульфатно-цитратно-жовчними солями (TCBS) [88]. Планшети з TSA та TCBS інкубували при 37 ◦C, тоді як планшети з TCBS інкубували при 28 ◦C. Колонієутворюючі одиниці на мілілітр використовували для визначення кількості гетеротрофних бактерій і колоній Vibrio, присутніх через 24 години (КУО мл-1) [89].
2.4.4. Екстракція РНК і синтез кДНК для експресії генів
Потрійні зразки черевних м’язів креветок з кожної копії безпосередньо вирізали повністю стерильними інструментами для препарування в холодних умовах. Перед проведенням дослідження експресії генів частину м'язів заморозили при температурі -80 ◦C. Реагент TRIzol (easyRED, iNtRON Biotechnology) використовувався для виділення сумарної РНК із черевної частини креветки наприкінці експерименту, згідно з вказівками виробника. Використовуючи систему NanoDrop (Bio-Drop), було визначено співвідношення оптичної щільності (OD) до чистоти РНК, і 1 нг L-1 РНК використовувався для синтезу кДНК у кожній реакції, коли співвідношення було ідеальним (A260/A{{ 5}}.8).
Для визначення якості РНК використовували співвідношення OD 260/280 нм. Загальну РНК, яка була оброблена ДНКазою I (NEB, США), використовували як матрицю в наборі для зворотної транскриптази (кульки RT-PCR, Enzynomics, Теджон, Корея) для створення кДНК першого ланцюга. Реакцію проводили за допомогою ПЛР-ампліфікації (з використанням американського продукту Applied Biosystems Veriti 96-Well Thermal Cycler) і проводили відповідно до інструкцій виробника. ПЛР у реальному часі (Bico, Thermo-Fisher) проводили за таких умов кДНК для виявлення унікальних та відмінних продуктів: Після початкової денатурації при 95 ◦C протягом 15 хвилин білок піддавали 40 циклам за таких умов: 95 ◦C протягом 10 с, 58–62 ◦C протягом 20 с і 72 ◦C протягом 30 с; і, нарешті, після останнього циклу температуру підвищували з 58–62 ◦C до 95 ◦C з кроком 0,5 ◦C. Праймери, які використовуються для дослідження подібних генів, перераховані в таблиці 1.
Для оцінки експресії цільового гена або зміни складності використовувався ген господарювання (-актин) [90]. Коли метод 2∆∆Ct використовується для нормалізації критичних порогових (Ct) кількостей цільових генів за допомогою кількості -актину, значення виявляють різницю в n разів порівняно з контролем [91].
2.5. Статистичний аналіз
Для оцінки якості води, продуктивності росту, індексів використання корму, аналізу складу тіла, мікробних спільнот, імунітету та експресії генів, пов’язаних із ростом, було використано односторонній дисперсійний аналіз для виявлення значних відмінностей (p < 0.{{6). }}5) у середніх значеннях для кожної змінної між обробкою полісахаридами (SWP1, SWP2 і SWP0) і контролем (SWP0). Статистичний аналіз проводився за допомогою GraphPad Prism версії 9. Щоб перевірити будь-яку кореляцію між методами лікування, використовувалися тести Тьюкі. Перед виконанням статистичного аналізу всі дані були перевірені на нормальність розподілу та однорідність дисперсії. Перед аналізом усі дані (відсотки) були перетворені arc-sin [92]. Однак для полегшення порівнянь дані були представлені як нетрансформовані.
3.2. Показники росту та індекси використання поживних речовин
Таблиця 3 демонструє вплив полісахаридних дієтичних добавок на ріст креветок, виживання та використання корму. Порівняно з SWP0, таблиця 3 показала, що SWP1, SWP2 і SWP3 продемонстрували значні (p < 0.{{10}}5) збільшення WG. Крім того, SWP1 і SWP2 продемонстрували значне (p < 0.05) збільшення SR, тоді як SWP3 показало значне (p < 0.05) зниження порівняно з SWP0. З іншого боку, не було суттєвих відмінностей (p <0,05) у SGR або FCR між дієтами з добавками (SWP0, SWP1, SWP2 і SWP3), як представлено в таблиці 3.
3.4. Мікробні спільноти
У таблиці 5 показано вплив експериментальних раціонів, доповнених різними концентраціями полісахаридів (SWP1, SWP2 і SWP3), порівняно з SWP0, на загальну кількість ТГВ і TVC як у воді, так і в кишечнику креветок. Дані показали, що велика кількість мікробів (THB і TVC) була вища в кишечнику, ніж у воді. Порівняно з SWP0 кількість THB і TVC як у воді, так і в кишечнику поступово знижувалася в міру підвищення рівня полісахаридів (Таблиця 5).
3.5. Ріст, імунітет і експресія генів, пов'язаних зі стресом
Наприкінці експерименту дієтична добавка полісахаридів підсилила експресію генів імунітету, росту та стресу в м’язовій тканині L. vannamei. Що стосується експресії генів, пов’язаних із ростом (IGF-I та IGF-II), то їх експресія значно посилювалася (p < 0.05) під час лікування різними концентраціями полісахаридів. на контроль (SWP{{10}}). Експресія була збільшена в SWP3 і виявилася вищою, ніж SWP0 із приблизно 12- і 11--кратною зміною відповідно (рис. 1A, B). Експресія пов’язаних з імунною системою генів (Bgp, ProPO, Crustin і Lys) помітно посилювалася під час лікування SWP3, де кратні зміни становили 9,3, 12,4, 10,5 і 8,8 відповідно, що було вищим, ніж SWP0 (рис. 1C). –F).
Порівняно з контрольною групою (SWPo), ген ProPO демонструє найвищі рівні експресії в усіх концентраціях лікування. Для гена Crusfin існує значна різниця між лікуванням SWP3 і контролем, тоді як не було істотної різниці між SWP і SWP і контролем. Крім того, експресія генів стресу (SOD і GPx) у SWP; були значно збільшені в 5.2- та 6.9-разів відповідно. відносно контролю (рис. 1G, H). Проте спостерігалася значна різниця (p < 0.05) у експресії гена SOD серед усіх методів лікування порівняно з контролем із більшим збільшенням SWP лікування. Між тим, була значна різниця (p <0,05) в експресії гена GPx між лікуванням SWP і SWP порівняно з контрольним SWP, але не спостерігалося істотної різниці між лікуванням SWP і SWP.
4. Обговорення
Полісахариди морських водоростей визнані високоцінними активними молекулами, які покращують продуктивність росту, посилюють відповідь імунної системи та мають багато переваг для здоров’я організмів аквакультури [2,54,93–97]. У цьому дослідженні ми припустили, що дієтичне введення полісахариду, отриманого з бурих морських водоростей (Sargassum centifolia), покращує показники росту, використання корму, склад тіла, мікробні спільноти, а також ріст, імунітет і експресію генів стресу білої креветки L. ваннамі. Поточне випробування годівлі показало, що приріст ваги L. vannamei значно покращився зі збільшенням рівня полісахаридів у комерційному раціоні порівняно з контрольним раціоном. Нинішні результати є паралельними до попередніх досліджень, проведених на різних видах креветок і риб.
Наприклад, Лі та ін. [98] повідомили, що гарячий водний екстракт бурої морської водорості Sargassum horneri значно покращує показники росту, стимулює вроджений імунітет і посилює експресію імунних генів креветки L. vannamei, і рекомендував, щоб ідеальний рівень включення становив 5 г кг–1. Крім того, дослідження Liu et al. [99] досліджували вплив різних рівнів включення (0, 1, 2 та 3 г кг–1) полісахаридів, екстрагованих із зелених морських водоростей (Enteromorpha), у раціоні бананової креветки F. merguiensis і дійшли висновку, що 1 г кг–1 значно підвищує продуктивність росту, покращує неспецифічний імунітет і модулює функцію кишечника F. merguiensis, тоді як Abdulrahman et al. [2] досліджували вплив різних норм включення в їжу (0, 10, 20 і 30 г/кг) полісахаридів, отриманих з бурих морських водоростей S. dentalium, на гібрид червоної тілапії та дійшли висновку, що 30 г кг–1 досягли найвищих значущих показників росту, FCR та гематологічних показників. Однак неузгодженість рівнів включення в ці дослідження може бути пов’язана з різними початковими вагами, видами водоростей, видами (види риби та креветок), віком тощо.
Велика кількість кишкової мікробіоти швидко реагує на варіації споживання, складу та компонентів їжі. Таким чином, це має величезний вплив на переваги для здоров’я всіх водних організмів, такі як споживання їжі, травлення, використання поживних речовин, поглинання та імунні реакції [22,87,100,101]. В даний час оцінка стійкості до захворювань є важливою в промисловості аквакультури, антиоксидантна активність крові та активність імунного фактора є хорошим показником стану здоров’я для дослідження імунної відповіді та стійкості до хвороб у L. vannamei, таких як вірус синдрому білої плями (WSSV) [ 49] та Vibrio alginolyticus [102]. Активні форми кисню (АФК) — це хімічно реактивні молекули, що містять кисень, такі як іони кисню та пероксиди. Надмірна кількість АФК може впливати на структуру та стабільність функціональних білків, ненасичених жирних кислот і нуклеїнових кислот, спричиняючи окисне пошкодження імунної системи організму та підвищуючи сприйнятливість креветок до патогенів [73]. Таким чином, здоров’я водних організмів залежить від балансу між виробництвом АФК і антиоксидантних ферментів, таких як SOD і GPx, які захищають клітини тварин від вільних радикалів. Поточні результати показали, що дієтичні полісахариди, отримані з бурих морських водоростей (S. centifolia), ефективно покращують діяльність антиоксидантних ферментів, включаючи SOD і GPx. Подібним чином активності SOD і GPx у різних ракоподібних були збільшені після згодовування раціонів, доповнених полісахаридами Angelica sinensis у білих креветках [60] і -глюканом [103] і полісахаридами Rhodiola rosea у червоних болотних раків [104].
Поточна робота показала, що порівняно з SWP{{0}} кількість ТЛ і TVC значно зменшилася (p > 0.05) зі збільшенням рівнів включення полісахаридів (SWP1, SWP2 і SWP3). Ці результати узгоджуються з результатами дослідження Мансура та ін. [87], які виявили, що підвищення рівня астаксантину, екстрагованого зі штаму ціанобактерій, Arthrospira platensis NIOF17/003, у раціоні L. vannamei значно (p > 0,05) знижувало кількість ТГВ і TVC. Однак механізм дії полісахариду морських водоростей на чисельність мікробіоти досі не з’ясований і потребує подальших досліджень [87,101].
Кілька генів, залучених до імунологічної відповіді, були в центрі уваги поточного дослідження. При лікуванні SWP3 експресія посилюючого регуляторного гена була помітно вищою. Результати показали підвищену експресію під час обробки порівняно з контролем (SWP0), що свідчить про те, що полісахарид може покращити імунний статус креветок через стінки мікробних клітин, що складаються з пептидогліканів, ліпополісахаридів (LPS) і -1 , 3-глюкани, які можуть активувати імунну відповідь креветок, запускаючи основний неспецифічний механізм захисту [22,87,105,106].
Профенолоксидаза є ключовим ферментом у гуморальному імунітеті безхребетних, який сприяє меланізації, щоб позбутися інвазивних патогенів [107] і пов’язаний зі склеротизацією кутикули та загоєнням ран [108]. Безхребетні мають систему несаморозпізнавання, яка називається системою активації ProPO, яка може виявляти та реагувати на зловмисників, використовуючи пептидоглікан або ліпополісахариди з бактерій і -1, 3-глюкани з грибів [109]. Показано, що експресія мРНК гена ProPO була значно вищою при всіх видах лікування порівняно з контрольною групою, і ця експресія виявилася найбільшою серед усіх досліджених генів, оскільки вміст полісахаридів морських водоростей збільшився (дієта 3 г кг–1) . Годування креветок P. monodon дієтою, яка включала полісахарид фукоїдан з бурих морських водоростей S. wightii, збільшила експресію гена ProPO [110]. Деякі інші дієтичні добавки, отримані з мікроводоростей і морських водоростей, підвищили систему ProPO креветок і покращили гуморальну імунну відповідь. Наші висновки узгоджуються з попередніми дослідженнями, проведеними на L. vannamei [22,87].
Крустин, визначений як частина вродженої імунної системи [111], є білком, який міститься в гранулах гемоцитів ракоподібних і ефективний проти кількох мікроорганізмів. У цьому дослідженні дієти з добавками екстрагованого полісахариду підвищили експресію гена Crustin, і була чітка різниця між трьома методами лікування. Після введення пептидоглікану спостерігалося значне підвищення рівня мРНК Crustin у Marsupenaeus japonicus [112]. У тихоокеанських білих креветок L. vannamei, які отримували додатковий астаксантин, ген Crustin був активований (p <{2}}.05) [87,113]. Як білок, який зустрічається в еукаріотах і прокаріотах, лізоцим існує досить давно і вважається одним із найперших відомих антибактеріальних білків [114]. Неспецифічний вроджений імунітет покладається на його здатність руйнувати глікозидний зв’язок b -1,4 між N-ацетилмурамовою кислотою та N-ацетилглюкозаміном у пептидоглікані клітинної стінки бактерій [115].
У поточному дослідженні було показано, що експресія гена Ly була значно більшою в групах лікування (SWP1, SWP2 і SWP3), ніж у контрольній групі (SWP0). Інше дослідження транскриптомів з використанням видів, які стикаються з проблемами навколишнього середовища, також дало подібні результати [116,117]. Ці результати показали, що лізоцим є важливою частиною антибактеріального захисного механізму креветок і викликається різними імуностимулюючими речовинами. Антиоксидантні ферменти каталаза і глутатіонпероксидаза перетворюють перекис водню в кисень і воду, тоді як SOD, один із генів стресу, бере участь в елімінації супероксидних аніонів шляхом їх перетворення в перекис водню і воду [118]. Таким чином, ці антиоксидантні ферменти забезпечують самозахист гемоцитів тварин, що дихають киснем, після фагоцитозу, зберігаючи таким чином здоров’я та життєздатність організмів [119,120]. Порівняно з контролем, експресія гена SOD була підвищена в трьох експериментальних умовах, і попередні дослідження [22,87,113,116] показали, що кормова добавка збільшила експресію гена SOD, який бере участь у системі антиоксидантних ферментів у L. ваннамі.
У системі захисту глутатіону GPx відповідає за відновлення перекису водню до води [117,121]. У нашому дослідженні було виявлено, що експресія GPx була вищою при обробці SWP3, де використовувалася більш висока концентрація полісахаридів морських водоростей. Таким чином, обидва гени стресу в цьому дослідженні значно активовані порівняно з контрольною групою, і активність SOD і GPx зростає разом зі збільшенням супероксидного аніону (O2 -) і перекису водню (H2O2), що може свідчити про збільшення в активність NADPH-оксидази та виробництво маси активних форм кисню (АФК), які можуть виступати в якості механізму захисту від мікробної інфекції [73,122]. Останні дослідження оцінили експресію генів, залучених до імунітету креветок [123,124], і зосередилися на способах посилення їхнього природного захисту.
Існує два типи пептидних гормонів інсуліноподібного фактора росту (IGF), IGF-I та IGF-II; є також рецептори клітинної поверхні та циркулюючі зв'язуючі білки. IGF-II, як і IGFI, відіграє роль у білковому метаболізмі, клітинній диференціації, клітинній проліферації та соматичному зростанні. Виходячи з результатів поточного дослідження, виявляється, що екстракція полісахаридів морських водоростей може збільшити експресію генів, пов’язаних із ростом, на рівні мРНК, отже, опосередковано посилюючи здатність до росту. Інші дослідження, що вивчали вплив використання різних джерел вуглецю для посилення експресії генів IGF-I та IGF-II, показали подібні результати [123]. Крім того, використання зеленої мікроводорості, наночастинок T. suecica та A. platensis як додаткового корму для L. vannamei значно збільшило експресію обох генів і покращило ріст [22,100].
5. Висновки
В усьому світі раціон креветок розширився завдяки використанню кількох стратегій боротьби з розведенням тихоокеанської білоногої креветки L. vannamei. Незважаючи на важливість кормових добавок для L. vannamei, мало відомо про застосування полісахаридів, отриманих з бурих морських водоростей, у промисловості кормових добавок L. vannamei. У поточній роботі норма включення 2 г кг–1 полісахаридів, високоцінної активної молекули, отриманої з бурих морських водоростей Sargassum dentiform, як введення дієтичних добавок підвищує кінцевий приріст ваги та рівень виживання тихоокеанської білої креветки L. vannamei, тоді як рівень інкорпорації 3 г кг–1 зменшує чисельність патогенних мікробів, крім того, посилює імунітет і пов’язану зі стресом експресію генів L. vannamei. Проте слід провести подальші дослідження, щоб максимізувати переваги полісахаридів, отриманих із видів морських водоростей, як добавки до тихоокеанської білоногої креветки L. vannamei.
Авторські внески:
Концептуалізація, EMA, ZZS і MA; методологія, ЕМА, ЗЗС та МА; програмне забезпечення, ЕМА, ЗЗС і МА; валідація, EMA, ZZS, MA та EE-H.; формальний аналіз, EMA, ZZS і MA; розслідування, EMA, ZZS, MA та EE-H.; ресурси, EMA, ZZS і MA; курація даних, EMA, ZZS і MA; написання — підготовка оригіналу, EMA, ZZS та MA; написання—перегляд і редагування, ЕМА, ЗЗС, МА, АСА-С. та EE-H.; візуалізація, EMA, ZZS, MA та EE-H.; нагляд, ЗЗС, МА та ЕЕ-Х.; адміністрування проекту, EMA; придбання фінансування, EMA, ZZS, MA та ASA-S. Усі автори прочитали та погодилися з опублікованою версією рукопису.
Фінансування:
Це дослідження не отримало зовнішнього фінансування.
Заява інституційної наглядової ради:
Дотримання етичних стандартів у експериментальній установці та поводженні з креветками було схвалено дослідницьким комітетом NIOF, Єгипет, схвалення №: NIOF/AQ3/1/22/R/012 22 січня 2021 року.
Заява про інформовану згоду: не застосовується.
Заява про доступність даних: не застосовується.
Подяка: відкритий доступ до цієї роботи був частково підтриманий відділом аквакультури AL Hail, Департамент морських наук і рибальства, Коледж сільського господарства та морських наук, Університет Султана Кабуса, Оман.
Конфлікт інтересів: автори заявляють про відсутність конфлікту інтересів.
Список літератури
1. Аббас Є.М.; Алі, FS; Десукі, М.Г.; Ашур, М.; Ель-Шафей, А.; Мааті, М.М.; Sharawy, ZZ Нове всебічне молекулярне та екологічне дослідження, що представляє прибережну мулисту креветку (Solenocera crassicornis), зареєстровану в Суецькій затоці, Єгипет. J. Mar. Sci. інж. 2020, 9, 9. [CrossRef]
2. Абдельрман, А.М.; Ашур, М.; Аль-Захабі, Массачусетс; Шаравий З.З.; Назмі, Х.; Закі, М.А.; Ахмед, NH; Ахмед, SR; Ель-Харун, Е.; Van Doan, H. Вплив полісахаридів, отриманих з бурих макроводоростей Sargassum dentalium, на продуктивність росту, біохімічну, травну гістологію та ферментну активність гібридної червоної тілапії. Aquac. Rep. 2022, 25, 101212. [CrossRef]
3. Года А.; Саад, А.; Ханафі, М.; Шарави, З.; Ель-Харун, Е. Дієтичні ефекти Azolla pinnata у поєднанні з екзогенним травним ферментом (Digestin™) на ріст і використання поживних речовин прісноводної креветки Macrobrachium rosenbergii (de Man 1879). J. Oceanol. Лімнол. 2018, 36, 1434–1441. [CrossRef]
4. Шаровий З.З.; Аббас, Е.М.; Абдельхалек, Н.К.; Ашрі О.А.; Абд Ель-Фаттах, LS; Ель-Саві, Массачусетс; Хелал, М.Ф.; Ель-Харун, Е. Вплив джерела органічного вуглецю та щільності посадки на показники росту, мікрофлору води та експресію імунозалежних генів личинок Litopenaeus vannamei в інтенсивній культурі. Аквакультура 2022, 546, 737397. [CrossRef]
5. Джиллетт Р. Глобальне дослідження промислу креветок. FAO Fish Tech. Pap. 2008, 475, 25–29.
6. Ахмед, Н.; Томпсон, С.; Глейзер, М. Глобальна продуктивність аквакультури, стійкість навколишнього середовища та адаптація до зміни клімату. Навколишнє середовище. кер. 2019, 63, 159–172. [CrossRef] [PubMed]
7. Луквамбе, Б.; Микола, Р.; Чжан, Д.; Ян, В.; Чжу, Дж.; Чжен, З. Сукцесійні зміни спільноти мікроводоростей у відповідь на комерційні пробіотики в системах інтенсивного вирощування креветок (Litopenaeus vannamei Boone). Аквакультура 2019, 511, 734257. [CrossRef]
8. Лі, Е.; Сюй, Ч.; Ван, X.; Ван, С.; Чжао, Q.; Чжан, М.; Цинь, Дж. Г.; Чен, Л. Кишкова мікробіота та її модуляція для здорового вирощування тихоокеанської білої креветки Litopenaeus vannamei. Преподобна Риба. Sci. Aquac. 2018, 26, 381–399. [CrossRef]
9. Стівенс К.; Крофт, Д.; Полл, Г.; Tyler, C. Стрес і добробут декоративних риб: чого можна навчитися в аквакультурі? J. Fish Biol. 2017, 91, 409–428. [CrossRef]
10. El-Sayed, AFM. Використання технології біофлок в аквакультурі креветок: комплексний огляд, з акцентом на останнє десятиліття. Rev. Aquac. 2021, 13, 676–705. [CrossRef]
11. Anh, NTN; Шайо, Ф.А.; Неведжан, Н.; Ван Хоа, Н. Вплив щільності поголів’я та швидкості годівлі на якість води, ефективність корму та продуктивність білої креветки Litopenaeus vannamei в інтегрованій системі з морським виноградом Caulerpa lentillifera. J. Appl. Phycol. 2021, 33, 3331–3345. [CrossRef]
12. Емеренсіано, М.Г.; Ромбенсо, А. Н.; Вієйра, FdN; Мартінс, MA; Коман, Дж. Дж.; Труонг, HH; Благородний, TH; Simon, CJ Інтенсифікація вирощування креветок Penaeid Shrimp: прикладний огляд досягнень у системах виробництва, харчуванні та розведенні. Тварини 2022, 12, 236. [CrossRef] [PubMed]
13. Мансур, AT; Ашрі О.А.; Ашур, М.; Альсакуфі, А.С.; Рамадан, К.М.; Sharawy, ZZ Оптимізація дієтичного рівня протеїну та джерел вуглецю на поживні цінності біофлок, кількість бактерій та показники росту молоді білої ніжної креветки (Litopenaeus vannamei). Life 2022, 12, 888. [CrossRef] [PubMed]
14. Мансур, AT; Ашрі О.А.; Ель-Ньюші, MS; Альсакуфі, А.С.; Dighiesh, HS; Ашур, М.; Келані, MS; Ель-Саві, Массачусетс; Мабрук, М.М.; Аббас, Е. М. Вплив сільськогосподарських побічних продуктів як джерела вуглецю в системі на основі біофлоку на продуктивність росту, активність травних ферментів, гістологію гепатопанкреасу та кишкове бактеріальне навантаження личинок Litopenaeus vannamei Post. J. Mar. Sci. інж. 2022, 10, 1333. [Перехресне посилання]
15. Ібер, Б.Т.; Kasan, NA Останні досягнення в управлінні стічними водами аквакультури креветок. Heliyon 2021, 7, e08283. [CrossRef] [PubMed]
16. Закі М.А.; Ашур, М.; Heneash, AMM; Мабрук, М.М.; Алпрол А.Е.; Хайрі, Х.М.; Нур, А.М.; Мансур, AT; Hassanien, HA; Габер, А.; та ін. Потенційне застосування ізоляту ціанобактерій (Arthrospira platensis NIOF17/003) для виробництва біодизеля та використання його побічних продуктів у виробництві морської коловертки (Brachionus plicatilis). Сталий розвиток 2021, 13, 1769. [CrossRef]
17. Абіша, Р.; Крішнані, К.К.; Сухдхане, К.; Верма, А.; Брахман, М.; Чадха, Н. Сталий розвиток кліматично стійкої аквакультури та культурного рибальства шляхом адаптації до абіотичних стресів: огляд. J. Water Clim. Зміна 2022, 13, 2671–2689. [CrossRef]
18. Алпрол А.Е.; Ашур, М.; Мансур, AT; Альзахрані, О.М.; Махмуд, SF; Гаріб, С. М. Оцінка якості води та структури фітопланктону восьми пляжів Олександрії, південно-східне Середземне море, Єгипет. J. Mar. Sci. інж. 2021, 9, 1328. [CrossRef]
19. Метуолі, А.С.; Ель-Наггар, HA; Ель-Дамхугі, Калифорнія; Башар, MAE; Ашур, М.; Abo-Taleb, HAH GC-MS аналіз біологічно активних компонентів у шести різних сирих екстрактах з м’якого коралу (Sinularia maxim), зібраного з Рас-Мохамед, затока Акаба, Червоне море, Єгипет. Єгипет. Ж. Акват. Biol. риба 2020, 24, 425–434. [CrossRef]
20. Магуз, Ф.І.; Есса, MA; Матерія, М.; Тагельдейн Мансур, А.; Алкафафі, М.; Ашур, М. Динаміка популяції, плодючість і склад жирних кислот Oithona nana (Cyclopoida, Copepoda), яких годували різними дієтами. Тварини 2021, 11, 1188. [CrossRef]
21. Кессельрінг Дж.; Gruber, C.; Стенден, Б.; Wein, S. Вплив фітогенної кормової добавки на продуктивність росту та імунітет тихоокеанських білих креветок Litopenaeus vannamei, яких годували дієтою з низьким вмістом рибного борошна. J. World Aquac. Соц. 2021, 52, 303–315. [CrossRef]
22. Шаровий З.З.; Ашур, М.; Лабена, А.; Альсакуфі, А.С.; Менсур, AT; Аббас, Е. Вплив дієтичних наночастинок Arthrospira platensis на продуктивність росту, використання корму та пов’язану з ростом експресію генів тихоокеанської білої креветки Litopenaeus vannamei. Аквакультура 2022, 551, 737905. [CrossRef]
23. Чесенья, CE; Жасінто, ЄС; González, AL; Вілласанте, Ф.В.; Кастро, РММ; Очоа, Н.; Монтес, RE; Рамірес, DT; Ортіс, ACS; Campa-Córdova, AI Дієтичні добавки Debaryomyces hansenii покращують виживаність, антиоксидантну та імунну відповідь у молодих креветок Penaeus vannamei, заражених Vibrio parahaemolyticus. Троп. Субтроп. Агроекосист. 2021, 24, 2. [CrossRef]
24. Мансур, AT; Ашур, М.; Алпрол А.Е.; Альсакуфі, А. С. Водні рослини та водні тварини в контексті сталого розвитку: методи культивування, інтеграція та блакитна революція. Сталий розвиток 2022, 14, 3257. [CrossRef]
25. Хасан С.М.; Ашур, М.; Соліман, ААФ; Hassanien, HA; Alsanie, WF; Габер, А.; Elshobary, ME Потенціал нового комерційного екстракту морських водоростей у стимулюванні морфо-агрономічних і біоактивних властивостей Eruca vesicaria (L.) Cav. Сталий розвиток 2021, 13, 4485. [CrossRef]
26. Есса, Д.; Або-Шейді, А.; Хайрі, Х.; Абомохра, А.Е.-Ф.; Elshobary, M. Потенційне вирощування галофільних олійних мікроводоростей на промислових стічних водах. Єгипет. Дж. Бот. 2018, 58, 205–216. [CrossRef]
27. Мансур, AT; Алпрол А.Е.; Абуальна, К.М.; Ель-Бельтагі, HS; Рамадан, КМА; Ашур, М. Потенціал фіторемедіації сушених бурих водоростей для видалення барвника метиленового синього з водних середовищ. Polymers 2022, 14, 1375. [CrossRef]
For more information:1950477648nn@gmail.com
