Миші з нокаутом діаміноксидази не мають підвищеної чутливості до перорального або підшкірного введення гістаміну

Анотація

1. Мета

Оцінити внесок ендогенної діаміноксидази (DAO) в інактивацію екзогенного гістаміну, знайти штам миші з підвищеною чутливістю до гістаміну та перевірити ефективність rhDAO на моделі зараження гістаміном.

2. Методи

Мишам з нокаутом діаміноксидази (KO) вводили перорально та підшкірно гістамін у поєднанні з β-адреноблокатором пропранололом, двома інгібіторами гістамін-N-метилтрансферази (HNMT) метопреном і такрином, фолієвою кислотою для імітації гострого ураження нирок і лікування з рекомбінантним DAO людини. Внутрішню температуру тіла вимірювали за допомогою підшкірно імплантованого мікрочіпа, а рівень гістаміну в плазмі кількісно визначали за допомогою однорідного флуоресцентного аналізу з роздільною здатністю за часом.

3. Результати

Внутрішня температура тіла та рівні гістаміну в плазмі істотно не відрізнялися між мишами дикого типу (WT) і мишами DAO KO після перорального та підшкірного введення гістаміну з гострим ураженням нирок або без введення інгібіторів HNMT. Лікування рекомбінантною DAO людини зменшило середню площу під кривою (AUC) для втрати внутрішньої температури тіла на 63 відсотки (p=0,002) і клінічну оцінку на 88 відсотків (p<0.001). The AUC of the histamine concentration was reduced by 81%.

4. Висновки

Інактивація екзогенного гістаміну не зумовлена ​​ферментативною деградацією та нирковою фільтрацією. Лікування рекомбінантною DAO людини сильно зменшувало спричинену гістаміном втрату внутрішньої температури тіла та концентрації гістаміну та запобігало розвитку важких клінічних симптомів.

Ключові слова

Аміноксидаза (мідьвмісна) · Гістамін-N-метилтрансфераза · Гостре ураження нирок · Метаболізм · Такрин · Метоприн · Температура тіла

Натисніть тут, щоб придбати добавку Cistanche

вступ

Понад 95 відсотків усього гістаміну в організмі людини зберігається в тучних клітинах і базофілах. Те саме стосується багатьох ссавців. У людей щільність тучних клітин є найвищою в шлунково-кишковому тракті, шкірі та легенях [1], і, отже, ці органи виявляють симптоми, спричинені гістаміном, при захворюваннях з явною участю активації тучних клітин. Місцеві інтерстиціальні концентрації гістаміну після гострої дегрануляції можуть досягати 10–1000 мкМ [2, 3, див. Інтернет-ресурси]. У людей, як і у собак і свиней, нормальна концентрація гістаміну в плазмі нижче 1 нг/мл (9 нМ), а симптоми починають розвиватися при декількох нанограмах на мілілітр [4–7]. Значну артеріальну гіпотензію з підвищенням частоти серцевих скорочень можна виміряти від 5 нг/мл, а коли рівень підвищується вище 10 нг/мл, розвиток бронхоспазму, серцевих аритмій, важкої гіпотензії та коронарного спазму може призвести до небезпечної для життя мультисистемної дисфункції [8, 9]. Гістамін не тільки бере участь у вазодилатації, посиленні проникності судин, гіпоксії та розвитку судинного набряку, але також демонструє прозапальну участь, впливаючи на адаптивну імунну систему шляхом рекрутування, дозрівання та активації імунних ефекторних клітин. Крім того, він відіграє роль у вродженій імунній системі, взаємодіючи з дендритними клітинами, природними клітинами-кілерами та гранулоцитами [10, 11].

Вихідні концентрації гістаміну у мишей і щурів становлять від 20 до 100 нг/мл при вимірюванні за допомогою надійних методів і, отже, у багато разів вищі, ніж у людей [6, 7]. Неясно, чи відіграють ці високі рівні гістаміну якусь фізіологічну роль. Гризуни, як відомо, резистентні до гістаміну з летальними дозами 50 відсотків (LD50) у різних ліній мишей 3000–4000 та 400–500 мг/кг після перорального та внутрішньовенного введення відповідно [12, 13]. Пікова концентрація гістаміну в плазмі крові після болюсного введення 400 мг/кг у миші вагою 20 г становитиме приблизно 8 мг/мл за умови, що об’єм плазми становить 1 мл. Коли анафілаксію викликали у людей через контрольоване зараження укусом оси, концентрація гістаміну 140 нг/мл була пов’язана з важкою небезпечною для життя гіпотензією [14]. Як метаболізується та інактивується гістамін?

Зв’язування гістаміну з білками плазми становить 13% і вільно фільтрується в нирках [15]. Швидкість клубочкової фільтрації (ШКФ) теоретично може становити приблизно 15–20 відсотків періоду напіврозпаду, який становить 3–4 хвилини у здорових добровольців [5, див. Інтернет-ресурси]. При нормальній ШКФ 100 мл/хв і об’ємі плазми 3000 мл період напіврозпаду гістаміну становив би 20 хв. У мишей нормальна ШКФ 10 мкл/хв/г призведе до періоду напіврозпаду гістаміну 3 хв [16, див. Інтернет-ресурси]. Тим не менш, гістамін показує високу швидкість екстракції в нирках, що перевищує швидкість, засновану на ШКФ, і ця екстракція пояснюється поглинанням і реабсорбцією в проксимальних тубулярних клітинах через транспортер органічних катіонів 2 (OCT2) з подальшою ферментативною інактивацією [17, див. нижче]. У людей менше 1 відсотка введеного радіоактивного гістаміну було виявлено в сечі протягом перших 6 годин [18]. Низький рівень виведення гістаміну в організмі людини, який спостерігається також у собак і кішок, підтверджено іншими [19]. У тканинах мишей і щурів більше 50 відсотків введеної радіоактивності виявляється в нирках і менше 2 відсотків у вигляді гістаміну через 30 хвилин після внутрішньовенного введення [20]. Нирки також були органом з найвищою радіоактивністю після введення високих доз гістаміну щурам [21]. Транспортер OCT2 сильно експресується в нирках людини та гризунів і може відповідати як за вилучення гістаміну з плазмового компартменту, так і за реабсорбцію гістаміну в первинному фільтраті сечі в проксимальних тубулярних клітинах [22, див. нижче].

Швидке транспортування позаклітинного гістаміну з інтерстиціальної рідини після вивільнення з тучних клітин або плазми в інші компартменти подалі від ендотеліальних клітин було б іншою можливістю інактивації гістаміну. Це може пригнічувати індукцію тяжкої гіпотензії та судинного витоку, опосередкованого через передачу сигналів ендотеліальної синтази оксиду азоту (NOS) та зв’язування з рецепторами гістаміну [23–25]. Проте даних in vivo щодо вивчення швидкості транспорту гістаміну з системного кровообігу в ендотеліальні або паренхіматозні клітини немає. У кількох дослідженнях in vitro гістамін транспортується двонаправлено за допомогою низькоафінних, високоємних OCT2 і OCT3 [22, 26, 27]. Гістамін є чудовим субстратом для транспортера OCT2 і OCT3 щурів, демонструючи вищу транспортну ефективність порівняно з еквівалентними білками OCT людини [26].

Herba Cistanche

Коли низькі концентрації радіоактивного гістаміну використовуються у мишей, метилювання через гістамін-N-метилтрансферазу (HNMT), здається, є основним шляхом інактивації. Однак зараження мишей вищими дозами гістаміну зміщує метаболізм до імідазолоцтової кислоти (IMAA) і кон’югатів рибозиду, при цьому виявляється лише невелика кількість метильованих похідних [28–30]. П’ятикратне підвищення базової концентрації гістаміну в сироватці крові у мишей з нокаутом HNMT підтверджує ці дані [31]. Імідазолоцтова кислота утворюється шляхом окислення гістаміну діаміноксидазою (DAO), що вивільняє імідазолацетальдегід, який перетворюється на IMAA та похідні рибозиду, головним чином у печінці. Окислення гістаміну через DAO, мабуть, відіграє більшу роль у катаболізмі гістаміну після орального введення у мишей, що не дивно, враховуючи, що у мишей експресія DAO висока лише в шлунково-кишковому тракті [30]. Коли пероральне введення гістаміну виконується у людей, окисне дезамінування через DAO є домінуючим катаболічним шляхом з IMAA як основним метаболітом сечі [18].

Діаміноксидаза є мідьвмісною аміноксидазою та одним із двох ферментів, здатних інактивувати гістамін [32]. У вибраних тканинах, головним чином у тонкій кишці та проксимальних канальцевих клітинах нирки, DAO знаходиться у нечітко визначених внутрішньоклітинних зернистих структурах і позаклітинно зв’язаний з гепарансульфатними протеогліканами, тоді як HNMT присутній лише в цитоплазмі [33, 34]. Експресія HNMT широко поширена по всьому тілу, з більш високими рівнями в центральній нервовій системі, сечовому міхурі, серці, нирках, печінці, легенях і в жировій тканині.

Після інгібування DAO за допомогою аміногуанідину вівці продемонстрували значні клінічні симптоми токсичності гістаміну після перорального введення гістаміну порівняно з контрольною групою без попереднього лікування аміногуанідином [35]. Подібний експеримент на свинях призвів до серйозної захворюваності та смертності у тварин, які попередньо отримували аміногуанідин і згодом провокували пероральний гістамін [36]. Середні концентрації гістаміну в плазмі зросли в 20-рази у свиней з інгібуванням DAO. Лікування щурів аміногуанідином з подальшим пероральним введенням гістаміну збільшувало IMAA в сечі та знижувало концентрацію гістаміну приблизно в п’ять разів [37]. Ці дані показали, що DAO відіграє вирішальну роль у деградації екзогенного перорального гістаміну.

У мишей лікування аміногуанідином сильно підвищувало концентрацію гістаміну в кишечнику після внутрішньовенного введення гістаміну [30]. Однак аміногуанідин не є специфічним інгібітором ДАО, але також блокує всі три ферменти NOS і, здається, блокує транспортування гістаміну в крові в тканини [38, 39]. Застосування бурімаміду, антагоніста гістамінового рецептора 2, показало шкідливий ефект із збільшенням смертності в моделі циркуляторного шоку у щурів. Однак у той же час було опубліковано, що бурімамід є потужним інгібітором DAO [40, 41]. У собак бурімамід викликав 17-кратне збільшення середньої концентрації гістаміну в плазмі та сильне зниження середнього артеріального тиску [42]. Вважалося, що ефект пов’язаний з можливою активацією тучних клітин.

Подібним чином, роль HNMT вивчалася з використанням метилгістаміну як інгібітора HNMT, але метилгістамін також є чудовим субстратом для DAO [43]. Амодіахін і хінакрин є потужними інгібіторами HNMT [44–46], але також пригнічують DAO з інгібіторною концентрацією 50 відсотків (IC50) приблизно 500 нМ [47, неопубліковані дані]. Таким чином, дані, отримані з використанням інгібіторів, які часто використовуються у високих концентраціях, слід інтерпретувати з обережністю, оскільки відомі та невідомі нецільові ефекти ймовірні та можуть значно спотворити фізіологічну значущість досліджень in vivo.

Дослідження метаболізму можуть дати певні вказівки на важливість двох ферментів у розпаді гістаміну, але катаболізм гістаміну можна відокремити від фізіологічних або патофізіологічних ефектів. Компартментальна концентрація гістаміну може бути критичною, і метаболізм може бути зниженим.

Тому ми вирішили використовувати DAO нокаутну (KO) мишу для вивчення ролі DAO у деградації екзогенного гістаміну. Другою ключовою метою була розробка мишачої моделі з підвищеною чутливістю до гістаміну, щоб ми могли краще вивчити роль гістаміну в різних генетичних мутантних штамах і перевірити ефективність рекомбінантної DAO людини в моделі зараження гістаміном.

Цистанхе капсули

Матеріал і методи

Моделі тварин

Експерименти проводили з використанням 10–18-тижневих мишей C57BL6/J Aoc1tm1b(EUCOMM)Hmgu (DAO) KO та однопомітних тварин дикого типу (WT). Гетерозиготні ембріони були надані Європейським архівом мутантів мишей, Мюнхен, Німеччина, і імплантовані псевдовагітним мишам C57BL6/N. Гетерозиготне потомство мишей C57BL6/J було підтверджено за допомогою ПЛР (див. Інтернет-ресурси) і надалі використано для розведення мишей DAO KO у Відділі біомедичних досліджень Віденського медичного університету за протоколом для тварин GZ 66.009/{ {14}}WF/V/3b/2016. Усі експерименти на тваринах проводили згідно з протоколом GZ 66.009/0258- V/3b/2019. Експериментальні протоколи були схвалені Міністерством освіти, науки та досліджень Австрії. Тварин утримували при циклі день-ніч 12:12 при 22 градусах з водою та їжею ad libitum. Для неінвазивних вимірювань температури транспондер (IPTT-300, BioMedic Data Systems Inc., США) імплантували підшкірно за 2 тижні до експерименту під короткою анестезією ізофлураном. Транспондер вимірює температуру тричі протягом однієї секунди, а середнє значення цих вимірювань записується із зовнішнього боку клітки за допомогою зчитувача. Це середнє значення потім використовується для подальших розрахунків. Ці підшкірні транспондери використовуються, щоб уникнути надмірних маніпуляцій з тваринами та запобігти травмам від повторного введення датчиків ректальної температури [48]. Було показано, що в кількох видів тварин, включаючи гризунів, введення гістаміну знижує температуру тіла і вважається найсучаснішим показником ефектів гістаміну [49, 50]. Протягом періоду спостереження клінічні симптоми оцінювався досвідченим ветеринаром відповідно до опублікованої оцінки гіперчутливості [51]. Оцінка варіювалася від 0 (немає симптомів) до 1 (тертя та чесання голови та носа), 2 (знижена активність із збільшенням частоти дихання та/або зниженою активністю, набряк навколо рота та очей), 3 (утруднене дихання, ціаноз навколо хвоста). і рот, хрипи) і 4 (відсутність активності після штовхання або тремор і судоми). Оцінка 5 означала смерть. Усі експерименти із викликом розпочинали між 9:00 та 11:00 ранку, щоб уникнути змін, залежних від часу доби [52].

Загальна експериментальна установка

Усі речовини вносили в об’ємі 5 мл/кг. Пропранолол (P0884, Sigma-Aldrich, Австрія) розчиняли у фізіологічному розчині та застосовували внутрішньоочеревинно (ip) у концентрації 2 мг/кг за 20 хв до введення гістаміну для підвищення чутливості до гістаміну [53]. Гістаміну дигідрохлорид (H7250, Sigma-Aldrich, Австрія) розчиняли у двічі дистильованій (dd) H2O і далі розводили фізіологічним розчином. Усі вказані концентрації гістаміну відносяться до основи гістаміну (111,15 Дальтон).

1. Пероральне та підшкірне введення гістаміну

Мишей голодували в цілому 60 хв. Після 40 хвилин голодування вводили пропранолол, а через 20 хвилин — гістамін у концентрації 30 мг/кг per os (перорально) за допомогою перорального зонду. Для моделі підшкірного (sc) зараження миші або отримували гістамін у концентрації 50 мг/кг без пропранололу або 5 мг/кг з пропранололом. Для визначення концентрації гістаміну в плазмі підгрупу мишей анестезували в різні моменти часу після введення гістаміну, використовуючи 10 мг/кг ксилазину та 100 мг/кг кетаміну. Цитратну плазму збирали у анестезованих мишей за допомогою пункції серця. Використовували від однієї до п'яти мишей на один момент часу та генотип.

2. Супутнє інгібування гістамін-N-метилтрансферази (HNMT)

Метоприн (M338835, Toronto Research Chemicals, Канада) розчиняли в 10% молочній кислоті (L1875, Sigma-Aldrich, Австрія), далі розводили фізіологічним розчином і вводили внутрішньовенно в дозі 3 мг/кг за 1 годину до зараження 5 мг/кг гістаміну. Такрин (A79922, Sigma-Aldrich, Австрія) розчиняли в ddH2O, далі розводили фізіологічним розчином, а потім 10 мг/кг вводили внутрішньовенно за 1 годину до 25 мг/кг гістаміну підшкірно та 2 мг/кг пропранололу. Концентрацію 2 мг/кг Такріну внутрішньовенно використовували в комбінації з 30 мг/кг гістаміну перорально в поєднанні з 2 мг/кг пропранололу.

Стандартизований Cistanche

3. Індукція гострого ураження нирок (ГНН) перед провокацією гістаміном

Folic acid (F7876, Sigma-Aldrich, Austria) was reconstituted in ddH2O, further diluted in saline, and applied i.p. at a concentration of 100 mg/kg 48 h before challenge with 5 mg/kg s.c. histamine and 2 mg/kg propranolol. The degree of acute kidney injury was estimated using plasma creatinine values. As a cut-off for inclusion, a creatinine value of at least threefold above the mean baseline value was used as described [54]. Baseline plasma creatinine concentrations of 0.11 and 0.17 mg/dl were measured in two mice and therefore an inclusion cut-off of>Вибрано 42 мг/дл. Цитратну плазму, отриману за допомогою пункції серця, використовували для вимірювання креатиніну за допомогою аналізатора Cobas (аналізатор Cobas C311, Roche, Швейцарія). Для визначення концентрації гістаміну в плазмі в різні моменти часу під час підшкірного введення гістаміну пропранололом при гострому ураженні нирок анестезували двох-чотирьох мишей за один момент часу, а цитратну плазму збирали пункцією серця.

4. Порятунок DAO після введення гістаміну

Рекомбінантний людський (rh)DAO з мутованим мотивом зв’язування гепарину (описаний у Gludovacz та ін. [55]) застосовували внутрішньовенно (в/в) у концентрації 4 мг/кг за 40 хвилин до застосування 2 мг/кг пропранололу та 60 хв до зараження 5 мг/кг гістаміну підшкірно.

Для визначення концентрації гістаміну та DAO у плазмі мишам вводили або 4 мг/кг DAO, або буфер внутрішньовенно за 60 хвилин до зараження 5 мг/кг гістаміну п/к у поєднанні з 2 мг/кг пропранололу. Мишей анестезували в різні моменти часу. Цитратну плазму збирали за допомогою пункції серця у двох-трьох мишей за один момент часу. Кров збирали в 3,8% цитрату натрію і одну частину негайно змішували з диміназен-ацетуратом (D7770, Sigma-Aldrich, Австрія), що призвело до кінцевої концентрації 10 мкМ для інгібування розпаду гістаміну rhDAO.

Аналіз експресії генів

Зразки тканин шоково заморожували в рідкому азоті, а загальну РНК отримували за допомогою набору FavorPrep Tissue Total RNA Kit (FATRK001, Favorgen, Тайвань) після гомогенізації тканин за допомогою пробірок для лізування (Lysing Matrix E, MP Biomedicals, Німеччина) на Precellys 24 (Bertin Instruments, Франція). Зворотну транскрипцію проводили за допомогою набору для синтезу кДНК OneScript Plus (G236, ABM Good, Канада). Для кількісної ПЛР використовували BrightGreen Express 2× Mastermix (MasterMix-EL, ABM Good, Канада). Праймери, що охоплюють екзони, для DAO, HNMT і гістидиндекарбоксилази (HDC) були розроблені за допомогою програмного забезпечення Primer3 (таблиця онлайн-ресурсу 1). Для нормалізації використовувався домашній ген RPLP0 [56].

Вестерн-блот

Для вестерн-блот аналізу заморожені зразки тканин лізували в 20 мМ К-фосфатному буфері (pH 7,2) за допомогою пробірок для лізування (пробірки Lysing Matrix E, MP Biomedicals, Німеччина) на Precellys 24 (Bertin Instruments, Франція) . Загальну концентрацію білка визначали за допомогою набору QuantiPro BCA Assay Kit (QPBCA-1KT, Sigma, Австрія). Для електрофорезу в поліакриламідному гелі 40 мкг загального білка та 40 нг рекомбінантної мишачої DAO (надано EG, Університет природних ресурсів і наук про життя, Відень, Австрія, з використанням методів, описаних у [57]) були розділені за допомогою 12-відсоткового трис-гліцинового гелю ( 4561043, Bio-Rad, США). Для виявлення DAO використовували моноклональне антитіло ABP1 (sc-515908, Санта-Круз, США) у концентрації 0,4 мкг/мл, а як навантаження – моноклональне антитіло GAPDH (2118, Cell Signal Technology, США). контроль у розведенні 1:2000. Моноклональне антитіло IgG-HRP миші (A2554, Sigma Aldrich, Австрія) та антитіло IgG-HRP кролика (A0545, Sigma Aldrich, Австрія) використовували як антитіла для виявлення у розведенні 1:40 000. Зображення були отримані з використанням Clarity Max Western ECL Substrate (1705062, BioRad, США) на ChemiDoc Imaging System (17001401, Bio-Rad, США).

Цистанка трубчаста

Вимірювання активності DAO

Активність діаміноксидази різних тканинних гомогенатів та інгібування метопреном і такрином вимірювали, як описано [58]. Зразки заморожених тканин лізували в 20 мМ K-фосфатному буфері (рН 7,2) за допомогою пробірок для лізування на Precellys 24. Загальну концентрацію білка визначали за допомогою набору для аналізу QuantiPro BCA та 500 мкг загальних білкових екстрактів різних тканин інкубували протягом 120 хв з орто-амінобензальдегід (oABA) і ddH2O або 200 мкМ кадаверин (CAD). Дельта-1-піперидин, продукт автоциклізації CAD після дезамінування DAO, конденсується з oABA, утворюючи флуорофор, який можна виміряти при EX440/30 та EM620/40 нм. Для визначення інгібування DAO rhDAO попередньо інкубували з метопреном і такрином при різних концентраціях протягом 30 хвилин і вимірювали, як описано вище.

Для визначення активності ДАО тканинні гомогени з концентрацією білка 200 мкг/мл змішували з HRP (кінцева концентрація 1,2 мкг/мл, P6782, Sigma-Aldrich, Австрія) та аміногуанідином (кінцева концентрація 10 мкМ, 396494, Sigma-Aldrich). , Австрія) або К-фосфатний буфер (pH 7,2) додавали та інкубували протягом 15 хвилин при 37 градусах. Додавали Amplex red™ (кінцева концентрація 100 мкМ, A12222, Thermo Scientific, США) і розпочинали реакції шляхом додавання 200 мкМ кінцевої концентрації путресцину (51799, Sigma-Aldrich, Австрія). Як негативний контроль використовували калій-фосфатний буфер (рН 7,2). Зразки інкубували при 37 градусах і вимірювали кожні 10 хвилин протягом 120 хвилин за допомогою EX550 і EM590 нм. DAO-специфічний сигнал розраховували шляхом віднімання зразків з аміногуанідином, потужним і необоротним інгібітором DAO, із зразків з K-фосфатним буфером.

Для вимірювання активності DAO в плазмі мишей, які отримували Rhoda внутрішньовенно, використовували гібридний аналіз з використанням моноклонального антитіла з клітинної лінії гібридоми, клону anti-DAO 8/119, наданого професором Куароні (Корнельський університет, Ітака, Нью-Йорк), і Amplex red™. Чорні флуоресцентні планшети з високим вмістом білків (475,515, Thermo Scientific Nunc, Данія) покривали 100 мкл 5 мкг/мл анти-DAO 8/119 у 50 мМ карбонатно-бікарбонатному буфері ( C3041, Sigma-Aldrich, Австрія), інкубували протягом ночі при 4 градусах, а потім блокували 120 мкл 1% BSA (A4503, Sigma-Aldrich, Австрія) протягом 50 хвилин при кімнатній температурі. Після блокування 100 мкл зразків плазми та стандартів, попередньо розведених 1:10 у PBS, додавали та інкубували протягом 1 години при кімнатній температурі. Після цього додавали 90 мкл пероксидази хрону (кінцева концентрація 1,2 мкг/мл) і Amplex red™ (кінцева концентрація 100 мкМ) у PBS з 0,1 відсотка BSA і розпочинали реакції додаванням 10 мкл путресцину (кінцева концентрація 200 мкМ) або PBS. Флуоресценцію вимірювали при 37 градусах кожні 5 хвилин протягом 120 хвилин за допомогою EX550 і EM590 нм. Промивним розчином був 0,1% Tween-20 (P1379, Sigma-Aldrich, Австрія) у PBS. Стандартну криву 3–30 нг/мл rhDAO готували в плазмі миші. Усі вимірювання проводили у двох примірниках.

Вимірювання гістаміну

Цитратну плазму, що містить 10 мкМ диміназен-ацетурат (D7770, Sigma-Aldrich, Австрія), використовували для вимірювання концентрації гістаміну за допомогою динамічного набору для гомогенної флуоресценції з роздільною здатністю за часом (HTRF) (62HTMDPET, Cisbio, Франція). Набір використовувався відповідно до інструкції виробника. Для кількісного визначення використовували стандартну криву гістаміну в об’єднаній плазмі мишей C57Bl/6J. Усі концентрації гістаміну відносяться до основи гістаміну, і всі вимірювання проводились у двох примірниках.

Статистичний аналіз

Статистичний аналіз проводили за допомогою GraphPad Prism версії 8.4.0. (GraphPad Software Inc. San Diego). Статистичну значущість для відмінностей в активності DAO в гомогенатах тканини розраховували за допомогою дисперсійного аналізу повторних вимірювань з поправкою Гейссера–Гарникового. Площа під кривими (AUC) від індивідуальних вимірювань внутрішньої температури тіла та клінічні оцінки під час експерименту порівнювалися за допомогою двосторонніх непарних t-тестів без поправки Велча. Концентрації гістаміну в плазмі між групами порівнювали з двостороннім дисперсійним аналізом. Для порівняння концентрації гістаміну в плазмі після підшкірного введення між мишами з різними генотипами, з гострим ураженням нирок і без нього, які отримували або DAO, або буфер, дані були згруповані в інтервали для врахування відсутніх значень в окремих підгрупах (генотипи: 5, 1{{ 14}}, 20, 30, 40, 45, 60 хв; гостре ураження нирок: 0, 10–15, 20–30, 40–45 і 60 хв; DAO: 0, 10, 30 і 45 хв). Двосторонній непарний t-тест використовувався для перевірки різниці в концентраціях креатиніну в плазмі мишей, які отримували 100 мг/кг фолієвої кислоти та не отримували її. Статистична значущість була визначена як p<0.05 in all tests.

Екстракт цистанхи

Висновок

Мишей DAO KO практично не можна було відрізнити від мишей WT за допомогою екзогенного перорального та підшкірного введення гістаміну. Участь HNMT в інактивації гістаміну, що призводить до зменшення симптомів, топологія в кращому випадку помірна, але результати фармакологічного інгібування можна вважати попередніми. Дані з використанням інгібування HNMT метопреном показали тенденцію до участі ендогенної DAO в інактивації гістаміну. Нирки беруть участь у швидкому вилученні гістаміну з кровообігу, але миші з нокаутом 509 діаміноксидази не мають підвищеної чутливості до перорального або підшкірного введення... 1 3 концентрація гістаміну не перетворюється на перебільшений фенотип, виміряний за допомогою центральної температури. втрата як фенотипове зчитування. Використання рекомбінантної людської або мишачої DAO може підтвердити або допомогти відкинути участь гістаміну в різних тваринних моделях з підозрою на дегрануляцію тучних клітин, що супроводжується швидким і масивним вивільненням гістаміну, або з посиленою індукцією ферменту гістидиндекарбоксилази з подальшим вивільненням свіжосинтезованого гістамін протягом годин. Варто вивчити розведення справжньої подвійної миші KO з неактивними копіями як DAO, так і гена HNMT, якщо воно життєздатне. Поодинокі миші KO або DAO, або HNMT не демонструють очевидних фенотипів. [неопубліковані дані, 31] Подібним чином, перевірка участі двох основних транспортерів гістаміну, OCT2 і OCT3, у фенотипічних змінах, викликаних гістаміном, може дозволити нам краще зрозуміти механізми розвитку опосередкованих гістаміном симптомів у гризунів і отже потенційно також у людей. Незважаючи на значні дослідницькі зусилля протягом понад 100 років з моменту його відкриття, нам ще потрібно пройти певний шлях, перш ніж ми отримаємо справжнє розуміння катаболізму гістаміну.

Список літератури

1. Бем Т., Рістл Р., Джозеф С. та ін. Метаболомні та ліпідомні порушення під час важкої активації мастоцитів у пацієнта з індолентним системним мастоцитозом. J Allergy Clin Immunol. 2021. https://doi.org/10.1016/j.jaci.2021.03.043. 2. Пакард К.А., Хан М.М. Вплив гістаміну на Th1/Th

2 баланс цитокінів. Int Immunopharmacol. 2003;3:909-20. https://doi.org/ 10.1016/S1567-5769(02)00235-7.

3. Hesterberg R, Sattler J, Lorenz W та ін. Вміст гістаміну, активність діаміноксидази та активність гістамінметилтрансферази в тканинах людини: факт чи вигадка? Дії агентів. 1984;14:325–34. https://doi.org/10.1007/BF01973821.

4. Dyer J, Warren K, Merlin S та ін. Вимірювання гістаміну в плазмі: опис удосконаленого методу та нормальні значення. J Allergy Clin Immunol. 1982;70:82–7. https://doi.org/10.1016/ 0091-6749(82)90233-0.

5. Поллок І, Мердок Р.Д., Лессоф М.Х. Гістамін у плазмі та клінічна толерантність до інфузійного гістаміну у нормальних, атопічних та кропив’яних суб’єктів. Дії агентів. 1991;32:359-65. https://doi.org/10. 1007/BF01980899.

6. Лю Дж, Ван Л, Ху В та ін. Розробка методу UHPLC–MS/MS для визначення гістаміну в плазмі у різних видів ссавців. J Chromatogr B. 2014;971:35–42. https:// doi.org/10.1016/j.jchromb.2014.08.043.

7. Xu Y, Kang T, Dou D та ін. Оцінка та оптимізація тваринної моделі анафілактоїдної реакції, індукованої ін’єкціями. Asian Pac J Allergy Immunol. 2015;33:330–8. https://doi.org/ 10.12932/AP0619.33.4.2015.

8 Майнц Л., Новак Н. Гістамін і непереносимість гістаміну. Am J Clin Nutr. 2007; 85: 1185–96. https://doi.org/10.1093/ajcn/85.5. 1185.

9. Ginsburg R, Bristow MR, Kantrowitz N та ін. Гістамінова провокація клінічного спазму коронарних артерій: наслідки щодо патогенезу варіантної стенокардії. Am Heart J. 1981; 102: 819–22. https://doi.org/10.1016/0002-8703(81) 90030-2.

10. О'Махоні Л, Акдіс М, Акдіс К.А. Регуляція імунної відповіді та запалення гістаміном і гістаміновими рецепторами. J Allergy Clin Immunol. 2011; 128: 1153-62. https://doi. org/10.1016/j.jaci.2011.06.051.

11. Термонд Р.Л., Гельфанд Е.В., Данфорд П.Дж. Роль гістамінових Н1 і Н4 рецепторів в алергічному запаленні: пошук нових антигістамінних засобів. Nat Rev Drug Discov. 2008; 7: 41-53. https://doi.org/10.1038/nrd2465.

12. Pericin C, Thomann P. Порівняння гострої токсичності кліохінолу, гістаміну та хлороформу в різних лініях мишей. У: Chambers PL, Günzel P, редактори. Механізм токсичної дії на деякі органи-мішені. Берлін: Springer; 1979. стор. 371–3.

13. Lamanna C, Ross HE. Залежність летальної токсичної дози від маси тіла миші. Toxicol Appl Pharmacol. 1968;13:307–15. https://doi.org/10.1016/0041-008X(68)90104-X.

14. Ван дер Лінден П, Хак С, Пуртман Дж та ін. Провокація укусом комах у 138 пацієнтів: зв'язок між клінічною тяжкістю анафілаксії та активацією тучних клітин. J Allergy Clin Immunol. 1992;90:110-8. https://doi.org/10.1016/S0091-6749(06) 80017-5.

15. Вільямс В.Р., Шейл Д.І. In vitro витіснення вазоактивних медіаторів з білків плазми: можливий механізм псевдоалергічних реакцій на нервово-м'язові блокатори. Br J Anaesth. 1992;69:508-10. https://doi.org/10.1093/bja/69.5.508.

16. Сасакі Ю., Івама Р., Сато Т. та ін. Оцінка швидкості клубочкової фільтрації у свідомих мишей за допомогою спрощеного рівняння. Physiol Rep. 2014; 2: e12135. https://doi.org/10.14814/phy2.12135.

17. Helander CG, Lindell SE, Westling H. Ниркове видалення C14--міченого гістаміну з крові людини. Scand J Clin Lab Дослідження. 1965. https://doi.org/10.1080/00365516509083360.

18. Sjaastad O, Sjaastad ÖV. Катаболізм перорально введеного l4C-гістаміну у людини. Acta Pharmacol Toxicol. 1974;34:33-45. https://doi.org/10.1111/j.1600-0773.1974.tb02011.x.

19. Шаєр Р.В. Метаболізм гістаміну у різних видів. Br J Pharm Chemoth. 1956;11:472-3. https://doi.org/10.1111/j. 1476-5381.1956.tb00020.x.

20. Снайдер Ш., Акселорд Дж., Бауер Х. Доля C14-гістаміну в тканинах тварин. J Pharmacol Exp Ther. 1964;144:373-9.

21. Роуз Б, Браун Дж.С.Л. Розподіл і швидкість зникнення внутрішньовенно введеного гістаміну у щурів. Am J Physiol. 1938;124:412-20. https://doi.org/10.1152/ajplegacy.1938.124.2. 412.

22. Koepsell H, Lips K, Volk C. Поліспецифічні переносники органічних катіонів: структура, функція, фізіологічні ролі та біофармацевтичні наслідки. Pharm Res. 2007; 24: 1227–51. https://doi.org/ 10.1007/s11095-007-9254-z.

23. Lantoine F, Iouzalen L, Devynck MA та ін. Утворення оксиду азоту в ендотеліальних клітинах людини, стимульоване гістаміном, потребує надходження Ca2 плюс. біохім. 1998;330:695-9. https://doi.org/10.1042/bj3300695.

24. Mikelis CM, Simaan M, Ando K та ін. RhoA і ROCK опосередковують індукований гістаміном витік судин і анафілактичний шок. Нац комун. 2015; 6: 6725. https://doi.org/10.1038/ncomms7725.

25. Ashina K, Tsubosaka Y, Nakamura T та ін. Гістамін індукує гіперпроникність судин шляхом посилення кровотоку та руйнування ендотеліального бар’єру in vivo. PLoS ОДИН. 2015; 10: e0132367. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0132367.

26. Schömig E, Lazar A, Gründemann D. Extraneuronal monoamine transporter and organic cation transporters 1 and 2: a review of transport transporter. У: Sitte HH, Freissmuth M, редактори. Переносники нейромедіаторів. Берлін: Springer; 2006. стор. 151–80.

27. Ohtsu H. Прогрес у дослідженні сигналу алергії на тучних клітинах: роль гістаміну в імунологічних і серцево-судинних захворюваннях і система транспортування гістаміну в клітині. J Pharmacol Sci. 2008;106:347–53. https://doi.org/10.1254/jphs.FM0070294.

28. Karjala SA, Turnquest B, Schayer RW. Метаболіти радіоактивного гістаміну в сечі. J Biol Chem. 1956; 219: 9-12. https://doi. org/10.1016/S0021-9258(18)65762-X.

29. Шаєр Р.В. Катаболізм фізіологічних кількостей гістаміну in vivo. Physiol Rev. 1959; 39: 116–26. https://doi.org/10.1152/physrev.1959.39.1.116.

30. Reilly MA, Schayer RW. Дослідження in vivo катаболізму гістаміну та його інгібування. Br J Pharmacol. 1970;38:478-89. https://doi. org/10.1111/j.1476-5381.1970.tb10590.x.

31. Наганума Ф., Накамура Т., Йосікава Т. та ін. Гістамін-N-метилтрансфераза регулює агресію та цикл сон-неспання. Sci Rep. 2017; 7: 15899. https://doi.org/10.1038/s41598-017-16019-8.

32. McGrath AP, Hilmer KM, Collyer CA, et al. Будова та інгібування діаміноксидази людини. Біохімія. 2009;48:9810-22. https://doi.org/10.1021/bi9014192.

33. Швельбергер Г.Г. Аналіз тканинної та субклітинної локалізації діаміноксидази ссавців методом конфокальної лазерної скануючої флуоресцентної мікроскопії. Infamm Res. 1998;47:60–1. https://doi.org/ 10.1007/s000110050273.

34. Nishibori M, Tahara A, Sawada K та ін. Нейрональна та судинна локалізація гістамін-N-метилтрансферази в центральній нервовій системі великої рогатої худоби. Eur J Neurosci. 2000;12:415-24. https://doi.org/ 10.1046/j.1460-9568.2000.00914.x.

35. Сьястад О.В. Потенціювання аміногуанідином чутливості овець до гістаміну, що вводиться через рот. Вплив аміногуанідину на екскрецію ендогенного гістаміну з сечею. Exp Physiol. 1967;52:319-30. https://doi.org/10.1113/expphysiol.1967.sp001 918.

36. Sattler J, Häfner D, Klotter HJ та ін. Гістамін, викликаний їжею, як епідеміологічна проблема: підвищення гістаміну в плазмі крові та гемодинамічні зміни після перорального прийому гістаміну та блокади діаміноксидази (DAO). Дії агентів. 1988;23:361–5. https://doi.org/10.1007/BF02142588.

37. Bowman MA, Simell OG, Peck AB та ін. Фармакокінетика введення аміногуанідину та вплив на частоту діабету у мишей без ожиріння. J Pharmacol Exp Ther. 1996; 279: 790-4.

38. Matejovic M, Krouzecky A, Martinkova V, et al. Селективне індуцибельне інгібування синтази оксиду азоту під час тривалої гіпердинамічної бактеріємії свиней. Шок. 2004;21:458–65. https://doi. org/10.1097/00024382-200405000-00010.

39. Alderton WK, Купер CE, Ноулз RG. Синтази оксиду азоту: будова, функція та інгібування. Biochem J. 2001;357:593–615. https://doi.org/10.1042/bj3570593.

40. Altura BM, Halevy S. Корисні та шкідливі дії антагоністів рецепторів гістаміну H1- і H2- при циркуляторному шоку. PNAS. 1978;75:2941-4. https://doi.org/10.1073/pnas.75.6.2941.

41. Томас Л.Л., Бохнер Б.С., Ліхтенштейн Л.М. Інгібування активності поліморфноядерних лейкоцитів людини гістамінази антагоністами H-2. Biochem Pharmacol. 1978; 27: 2562-5. https:// doi.org/10.1016/0006-2952(78)90327-1.

42. Thermann M, Lorenz W, Schmal A та ін. Вплив антагоністів H1- і H2-рецепторів на систему кровообігу та ендогенну концентрацію гістаміну в плазмі у собак. Дії агентів. 1977; 7: 97-101. https://doi.org/10.1007/BF01964888.

43. Елмор Б.О., Боллінджер Дж.А., Дулі Д.М. Діаміноксидаза нирок людини: гетерологічна експресія, очищення та характеристика. J Biol Inorg Chem. 2002; 7: 565-79. https://doi.org/10. 1007/с00775-001-0331-1.

44. Дуч Д.С., Бауерс С.В., Нікол К.А. Підвищення рівня гістаміну в мозку діамінопіримідиновими інгібіторами гістамін-N-метилтрансферази. Biochem Pharmacol. 1978; 27: 1507–9. https://doi. org/10.1016/0006-2952(78)90109-0.

45. Horton JR, Sawada K, Nishibori M та ін. Структурні основи інгібування гістамін-N-метилтрансферази різними препаратами. J Mol Biol. 2005;353:334–44. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2005. 08.040.

46. ​​Horton JR, Sawada K, Nishibori M та ін. Дві поліморфні форми гістамінметилтрансферази людини: структурне, термічне та кінетичне порівняння. Структура. 2001;9:837–49. https:// doi.org/10.1016/S0969-2126(01)00643-8.

47. Duch DS, Bacchi CJ, Edelstein MP та ін. Інгібітори метаболізму гістаміну in vitro та in vivo: кореляції з антитрипаносомною активністю. Biochem Pharmacol. 1984;33:1547–53. https:// doi.org/10.1016/0006-2952(84)90426-X.

48. Hox V, Desai A, Bandara G та ін. Естроген збільшує тяжкість анафілаксії у самок мишей через посилену експресію ендотеліальної синтази оксиду азоту та вироблення оксиду азоту. J Allergy Clin Immunol. 2015;135:729-736.e5. https://doi.org/ 10.1016/j.jaci.2014.11.003.

49. Пакман Е.В., Россі Г.В., Гарріссон Дж.В.Е. Вплив гістаміну та антигістамінних препаратів на температуру тіла. J Pharm Pharmacol. 1953;5:301-10. https://doi.org/10.1111/j.2042-7158.1953.tb139 90.x.

50. Morris SC, Perkins C, Potter C та ін. Оптимізація медикаментозного інгібування IgE-опосередкованої анафілаксії у мишей. J Allergy Clin Immunol. 2021; 149: 671-84. https://doi.org/10.1016/j.jaci.2021.06.022.

51. Li XM, Serebrisky D, Lee SY та ін. Мишача модель анафілаксії арахісу: відповіді Т- і В-клітин на основний алерген арахісу імітують реакції людини. J Allergy Clin Immunol. 2000;106:150-8. https://doi.org/10.1067/mai.2000.107395.

52. Хасегава А, Ватанабе М, Осада Х та ін. Вплив глюкокортикоїдів на залежні від часу зміни системної анафілаксії, опосередкованої фактором активації тромбоцитів IgE, гістаміну та тромбоцитів, у різних ліній мишей. Biochem Biophys Res Commun. 2018; 495: 2184-8. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2017.12.099.

53. Fishel CW, Szentivanyi A, Talmage DW. Сенсибілізація та десенсибілізація мишей до гістаміну та серотоніну нейрогуморами. J Immunol. 1962;89:8-18.

54. Stallons LJ, Whitaker RM, Schnellmann RG. Пригнічений мітохондріальний біогенез при гострому ураженні нирок, викликаному фолієвою кислотою, і ранньому фіброзі. Toxicol Lett. 2014; 224: 326-32. https://doi. org/10.1016/j.toxlet.2013.11.014.

55. Gludovacz E, Schuetzenberger K, Resch M та ін. Мутації мотиву зв’язування гепарину діаміноксидази людини дозволяють розробити першокласний біофармацевтичний препарат, що розкладає гістамін. Elife. 2021;10:e68542. https://doi.org/10.7554/eLife. 68542.

56. Eissa N, Kermarrec L, Hussein H та ін. Відповідність референсних генів для нормалізації матричної РНК у миші 2,4-динітробензолсульфонової кислоти (DNBS)-індукованого коліту за допомогою кількісної ПЛР у реальному часі. Sci Rep. 2017; 7: 42427. https://doi.org/10. 1038/ср42427.

57. Gludovacz E, Maresch D, Bonta M та ін. Характеристика рекомбінантної діаміноксидази людини (rhDAO), виробленої в клітинах яєчника китайського хом’яка (CHO). J Біотехнологія. 2016;227:120-30. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2016.04.002.

58. Boehm T, Karer M, Gludovacz E, et al. Просте, чутливе та специфічне кількісне визначення активності діаміноксидази в складних матрицях з використанням нещодавно відкритих флуорофорів, отриманих із природних субстратів. Infamm Res. 2020;69:937–50. https://doi.org/10. 1007/с00011-020-01359-5.

59 Мацумура Ю., Тан Е.М., Воган Дж.Х. Гіперчутливість до гістаміну та системна анафілаксія у мишей з фармакологічною бета-адренергічною блокадою: захист нуклеотидами. J Allergy Clin Immunol. 1976;58:387–94. https://doi.org/10.1016/0091- 6749(76)90119-6.

60. Hunter AJ, Murray TK, Jones JA, et al. Холінергічна фармакологія тетрагідроаміноакридину in vivo та in vitro. Br J Pharmacol. 1989;98:79–86. https://doi.org/10.1111/j.1476-5381. 1989.tb16865.x.

61. Rabe M, Schaefer F. Нетрансгенні мишачі моделі захворювання нирок. Нефрон. 2016;133:53-61. https://doi.org/10.1159/00044 5171.

62. Міямото Ю., Накано С., Канеко М. та ін. Клінічна оцінка нового синтетичного інгібітора протеази в хірургії відкритого серця. Вплив на вивільнення серотоніну та гістаміну в плазмі та збереження крові. ASAIO. 1992;38:M395-8. https://doi.org/10.1097/00002480- 199207000-00063.

63. Расова онкологія—точна онкологія. https://www.raceoncology. com/. Перевірено 23 листопада 2021 р

64 Майерс Дж.В., фон Хоф Д.Д., Кун Дж.Г. та ін. Анафілактоїдні реакції, пов’язані з інфузією бізантрену. Дослідження нових наркотиків. 1983;1:85–8. https://doi.org/10.1007/BF00180195.

65. Reilly MA, Schayer RW. Подальші дослідження катаболізму гістаміну in vivo. Br J Pharmacol. 1971;43:349-58.

66. Malinski T, Taha Z, Grunfeld S та ін. Дифузія оксиду азоту в стінці аорти контролюється на місці за допомогою порфіринових мікросенсорів. Biochem Biophys Res Commun. 1993;193:1076-82. https://doi. org/10.1006/bbrc.1993.1735.

67. Ginsburg M, Wajda I, Waelsch H. Трансглутаміназа та включення гістаміну in vivo. Biochem Pharmacol. 1963;12:251-64. https://doi.org/10.1016/0006-2952(63)90148-5.

68. Vowinckel J, Stahlberg S, Paulmann N та ін. Гістамініляція залишків глутаміну є новою посттрансляційною модифікацією, яка бере участь у передачі сигналів G-білка. FEBS Lett. 2012;586:3819-24. https://doi.org/10.1016/j.febslet.2012.09.027.

69. McNally W, Roth M, Young R та ін. Кількісне авторадіографічне визначення розподілу такрину в тканинах у щурів після внутрішньовенного або перорального введення дози. Pharm Res. 1989;6:924–32. https://doi.org/10.1023/A:1015933210803.

70. Каммінг П., Райнер П.Б., Вінсент С.Р. Інгібування гістамін-N-метилтрансферази головного мозку щурів 9-аміно-1,2,3,4-тетрагідроакридином (THA). Biochem Pharmacol. 1990; 40: 1345-50. https://doi.org/10. 1016/0006-2952(90)90402-7.

71. Cavallito JC, Nichol CA, Brenckman WD та ін. Ліпідорозчинні інгібітори дигідрофолатредуктази. I. Кінетика, розподіл тканин і ступінь метаболізму піриметаміну, метопрену та еторфіну у щура, собаки та людини. Препарат Метаб Диспос. 1978; 6: 329-37.

72. Нішіборі М., Оісі Р., Іто Ю. та ін. 9-Аміно-1, 2, 3, 4-Тетрагідроакридин є потужним інгібітором гістамін-N-метилтрансферази. Jpn J Pharmacol. 1991;55:539-46. https://doi.org/10.1254/jjp.55. 539.

73 Хаф Л.Б., Ханделвал Дж.К., Грін Дж.П. Пригнічення метаболізму гістаміну в головному мозку метопреном. Biochem Pharmacol. 1986;35:307–10. https://doi.org/10.1016/0006-2952(86)90530-7.

74. Kaneko H, Koshi S, Hiraoka T та ін. Інгібування постішемічного реперфузійного ураження нирок діаміноксидазою. Biochim Biophys Acta. 1998;1407:193–9. https://doi.org/10.1016/S0925- 4439(98)00039-8.

75. Koshi S, Inoue M, Obayashi H та ін. Інгібування постішемічного реперфузійного пошкодження тонкої кишки діаміноксидазою. Biochim Biophys Acta. 1991; 1075: 231-6. https://doi.org/10.1016/ 0304-4165(91)90271-H.

Маттіас Карер1 · Марлен Регер-Реш1 · Тереза ​​Гайдер2 · Карін Петроці1 · Елізабет Глудовач3 · Ніколь Борт3 · Бернд Джилма1 · Томас Бем1

1 Кафедра клінічної фармакології Віденського медичного університету, Верінгер Гертель 18-20, 1090 Відень, Австрія

2 Відділ нейрофізіології, Центр дослідження мозку, Віденський медичний університет, Відень, Австрія

3 Відділ біотехнології, Університет природних ресурсів і наук про життя, Відень, Австрія